TGF beta Receptor 2/TGFBR2 CRISPR Activation Plasmid (h): sc-400144-ACT

TGFBR2 kodiert den Typ-II-Rezeptor für den transformierenden Wachstumsfaktor Beta (TGF-β), eine transmembrane Serin/Threonin-Kinase, die nach Ligandenbindung und Bildung eines Rezeptorkomplexes mit Typ-I-Rezeptoren die kanonische SMAD2/3-Signalkaskade initiiert. Über diese Signalwege reguliert TGFBR2 die Kontrolle des Zellzyklus, Differenzierung, Apoptose, Immunmodulation und den Umbau der extrazellulären Matrix und greift zudem in nicht-kanonische Signalwege wie MAPK, PI3K/AKT und GTPasen der Rho-Familie ein. Eine dysregulierte TGF-β/TGFBR2-Signalgebung wird mit Fibrose, veränderter Immunüberwachung, epithelial-mesenchymaler Transition und der Biologie des Tumormikromilieus in Verbindung gebracht, während Loss-of-function-Varianten mit gestörter Gewebehomöostase und einer krebsassoziierten Umprogrammierung von Signalwegen assoziiert sind. In der Folge stellt TGFBR2 einen zentralen Knotenpunkt dar, um kontextabhängige Wachstumshemmung gegenüber promigratorischen und profibrotischen Transkriptionsprogrammen zu untersuchen.

TGF beta Receptor 2/TGFBR2 Das CRISPR-Aktivierungsplasmid (h) bietet einen gezielten, nicht-destruktiven Ansatz zur Hochregulierung der endogenen TGFBR2-Expression, ohne die zugrunde liegende DNA-Sequenz zu verändern.

TGF beta Receptor 2/TGFBR2 Das CRISPR-Aktivierungsplasmid (h) ist ein aus drei Plasmiden bestehendes synergistisches Aktivierungsmediator-System (SAM), das für eine hocheffiziente, ortsspezifische transkriptionelle Hochregulation des TGFBR2-Lokus in menschlichen Zelllinien entwickelt wurde. Das System basiert auf einem katalytisch inaktiven Cas9 (dCas9), das zwei inaktivierende Mutationen (D10A und N863A) trägt, welche die Nukleaseaktivität eliminieren, während die DNA-Bindung erhalten bleibt. Dieses dCas9 ist mit VP64, einem potenten Transkriptionsaktivator, fusioniert und wird zusammen mit einem Blasticidin-Resistenzgen zur Selektion koexprimiert. Das zweite Plasmid kodiert das MS2-p65-HSF1-Fusionsprotein, einen sekundären Aktivatorkomplex, der zusammen mit dCas9-VP64 wirkt, sowie ein Hygromycin-Resistenzgen. Das dritte Plasmid kodiert für eine zielspezifische 20-nt-sgRNA, die an zwei MS2-RNA-Aptamere fusioniert ist, welche den MS2-p65-HSF1-Komplex an die Aktivierungsstelle rekrutieren, begleitet von einem Puromycin-Resistenzgen. Die drei Plasmide werden im Massenverhältnis 1:1:1 verabreicht, um eine ausgewogene Expression aller Systemkomponenten zu gewährleisten.

Nach der Assemblierung am Zielort bindet der SAM-Komplex etwa 200 bp stromaufwärts der TGFBR2-Transkriptionsstartstelle, wo VP64, p65 und HSF1 gemeinsam die Transkriptionsmaschinerie rekrutieren und die Hochregulation der endogenen TGF beta Receptor 2/TGFBR2-Expression vorantreiben. Im Gegensatz zu nukleaseaktivem Cas9 verursacht dCas9 keine Doppelstrangbrüche und verändert die genomische Sequenz nicht, wodurch der native TGFBR2-Locus erhalten bleibt und die Untersuchung von TGF beta Receptor 2/TGFBR2-abhängigen Transkriptionsreaktionen am endogenen Locus ermöglicht wird. Dies macht es zu einem wertvollen Werkzeug für Funktionsstudien, die Identifizierung von Zielgenen und die Modellierung der Wiederherstellung des TGF beta Receptor 2/TGFBR2-Signalwegs in Tumorzellen mit stillgelegtem oder reduziertem TGFBR2-Ausdruck.

Nur für Forschungszwecke. Nicht für diagnostische oder therapeutische Zwecke bestimmt.