XRN1 CRISPR Activation Plasmid (h): sc-401910-ACT

Humanes XRN1 kodiert eine hochkonservierte 5′–3′-Exoribonuklease, die den zytoplasmatischen mRNA-Abbau antreibt, indem sie entkappte Transkripte degradiert und RNA-Fragmente beseitigt, die während des RNA-Umsatzes entstehen. XRN1 koordiniert mit Decapping-Faktoren und Processing Bodies (P-Bodies) die Aufrechterhaltung der Transkriptom-Homöostase und beeinflusst dabei Signalwege wie den Nonsense-Mediated Decay, die microRNA-vermittelte Silenzierung und die angeborene Immunerkennung aberranter RNA. Durch die Regulation der Stabilität von mRNAs, die an Zellzykluskontrolle, Differenzierung und Stressantworten beteiligt sind, trägt XRN1 zur Proteostase und zur Signaltreue bei. Eine fehlregulierte RNA-Degradation und veränderte XRN1-Aktivität wurden mit aberranten Genexpressionsprogrammen in der Krebsbiologie, mit neuroentwicklungsbezogenen Phänotypen sowie mit Virus–Wirt-Interaktionen in Verbindung gebracht, was XRN1 zu einem hilfreichen Knotenpunkt für mechanistische Studien der posttranskriptionellen Regulation macht.

XRN1 Das CRISPR-Aktivierungsplasmid (h) bietet einen gezielten, nicht-destruktiven Ansatz zur Hochregulierung der endogenen XRN1-Expression, ohne die zugrunde liegende DNA-Sequenz zu verändern.

XRN1 Das CRISPR-Aktivierungsplasmid (h) ist ein aus drei Plasmiden bestehendes synergistisches Aktivierungsmediator-System (SAM), das für eine hocheffiziente, ortsspezifische transkriptionelle Hochregulation des XRN1-Lokus in menschlichen Zelllinien entwickelt wurde. Das System basiert auf einem katalytisch inaktiven Cas9 (dCas9), das zwei inaktivierende Mutationen (D10A und N863A) trägt, welche die Nukleaseaktivität eliminieren, während die DNA-Bindung erhalten bleibt. Dieses dCas9 ist mit VP64, einem potenten Transkriptionsaktivator, fusioniert und wird zusammen mit einem Blasticidin-Resistenzgen zur Selektion koexprimiert. Das zweite Plasmid kodiert das MS2-p65-HSF1-Fusionsprotein, einen sekundären Aktivatorkomplex, der zusammen mit dCas9-VP64 wirkt, sowie ein Hygromycin-Resistenzgen. Das dritte Plasmid kodiert für eine zielspezifische 20-nt-sgRNA, die an zwei MS2-RNA-Aptamere fusioniert ist, welche den MS2-p65-HSF1-Komplex an die Aktivierungsstelle rekrutieren, begleitet von einem Puromycin-Resistenzgen. Die drei Plasmide werden im Massenverhältnis 1:1:1 verabreicht, um eine ausgewogene Expression aller Systemkomponenten zu gewährleisten.

Nach der Assemblierung am Zielort bindet der SAM-Komplex etwa 200 bp stromaufwärts der XRN1-Transkriptionsstartstelle, wo VP64, p65 und HSF1 gemeinsam die Transkriptionsmaschinerie rekrutieren und die Hochregulation der endogenen XRN1-Expression vorantreiben. Im Gegensatz zu nukleaseaktivem Cas9 verursacht dCas9 keine Doppelstrangbrüche und verändert die genomische Sequenz nicht, wodurch der native XRN1-Locus erhalten bleibt und die Untersuchung von XRN1-abhängigen Transkriptionsreaktionen am endogenen Locus ermöglicht wird. Dies macht es zu einem wertvollen Werkzeug für Funktionsstudien, die Identifizierung von Zielgenen und die Modellierung der Wiederherstellung des XRN1-Signalwegs in Tumorzellen mit stillgelegtem oder reduziertem XRN1-Ausdruck.

Nur für Forschungszwecke. Nicht für diagnostische oder therapeutische Zwecke bestimmt.