TudorSN CRISPR Activation Plasmid (h): sc-403949-ACT

Das humane SND1-Gen kodiert TudorSN (staphylokokkale Nuklease und Tudor-Domäne enthaltend 1), ein multifunktionales RNA-bindendes Protein, das die transkriptionelle Kontrolle mit dem posttranskriptionellen RNA-Stoffwechsel verknüpft. TudorSN ist an RNA-Interferenz und der RISC-Funktion beteiligt, moduliert das Spleißen von Prä‑mRNA sowie die Stabilität von mRNA und kann die Dynamik von Stressgranula und die mikroRNA-vermittelte Genregulation beeinflussen. Über diese Aktivitäten ist es mit Signalwegen verknüpft, die den Zellzyklus, inflammatorische Signalgebung und onkogene Transkriptionsprogramme steuern, was SND1 zu einem häufig untersuchten Knotenpunkt in der Krebsbiologie und in anderen Erkrankungen mit fehlregulierter Genexpression macht. Eine veränderte TudorSN-Aktivität wurde mit Änderungen in Proliferation, Invasion und adaptiven Stressantworten in Verbindung gebracht und unterstreicht damit ihre Bedeutung für mechanistische Untersuchungen krankheitsrelevanter regulatorischer Netzwerke.

TudorSN Das CRISPR-Aktivierungsplasmid (h) bietet einen gezielten, nicht-destruktiven Ansatz zur Hochregulierung der endogenen SND1-Expression, ohne die zugrunde liegende DNA-Sequenz zu verändern.

TudorSN Das CRISPR-Aktivierungsplasmid (h) ist ein aus drei Plasmiden bestehendes synergistisches Aktivierungsmediator-System (SAM), das für eine hocheffiziente, ortsspezifische transkriptionelle Hochregulation des SND1-Lokus in menschlichen Zelllinien entwickelt wurde. Das System basiert auf einem katalytisch inaktiven Cas9 (dCas9), das zwei inaktivierende Mutationen (D10A und N863A) trägt, welche die Nukleaseaktivität eliminieren, während die DNA-Bindung erhalten bleibt. Dieses dCas9 ist mit VP64, einem potenten Transkriptionsaktivator, fusioniert und wird zusammen mit einem Blasticidin-Resistenzgen zur Selektion koexprimiert. Das zweite Plasmid kodiert das MS2-p65-HSF1-Fusionsprotein, einen sekundären Aktivatorkomplex, der zusammen mit dCas9-VP64 wirkt, sowie ein Hygromycin-Resistenzgen. Das dritte Plasmid kodiert für eine zielspezifische 20-nt-sgRNA, die an zwei MS2-RNA-Aptamere fusioniert ist, welche den MS2-p65-HSF1-Komplex an die Aktivierungsstelle rekrutieren, begleitet von einem Puromycin-Resistenzgen. Die drei Plasmide werden im Massenverhältnis 1:1:1 verabreicht, um eine ausgewogene Expression aller Systemkomponenten zu gewährleisten.

Nach der Assemblierung am Zielort bindet der SAM-Komplex etwa 200 bp stromaufwärts der SND1-Transkriptionsstartstelle, wo VP64, p65 und HSF1 gemeinsam die Transkriptionsmaschinerie rekrutieren und die Hochregulation der endogenen TudorSN-Expression vorantreiben. Im Gegensatz zu nukleaseaktivem Cas9 verursacht dCas9 keine Doppelstrangbrüche und verändert die genomische Sequenz nicht, wodurch der native SND1-Locus erhalten bleibt und die Untersuchung von TudorSN-abhängigen Transkriptionsreaktionen am endogenen Locus ermöglicht wird. Dies macht es zu einem wertvollen Werkzeug für Funktionsstudien, die Identifizierung von Zielgenen und die Modellierung der Wiederherstellung des TudorSN-Signalwegs in Tumorzellen mit stillgelegtem oder reduziertem SND1-Ausdruck.

Nur für Forschungszwecke. Nicht für diagnostische oder therapeutische Zwecke bestimmt.