PP2A-B56-γ CRISPR Activation Plasmid (h): sc-402726-ACT

PPP2R5C kodiert die regulatorische Untereinheit B56γ der Proteinphosphatase 2A (PP2A), einer wichtigen Serin/Threonin-Phosphatase, die die katalytische Aktivität auf spezifische Substrate und subzelluläre Lokalisationen ausrichtet. PP2A‑B56γ trägt zur Kontrolle des Zellzyklus-Fortschritts, der DNA-Schadenssignalgebung, der Genauigkeit des mitotischen Checkpoints sowie der Signaltransduktion über Signalwege wie PI3K–AKT, MAPK und Wnt/β‑Catenin bei, indem sie die Dephosphorylierung zentraler Regulatoren koordiniert. Eine veränderte PPP2R5C-Expression oder die Zusammensetzung des PP2A-Holoenzyms kann Phosphorylierungsnetzwerke verschieben, die Proliferation, Genomstabilität und Stressantworten beeinflussen. Diese Eigenschaften machen PP2A‑B56γ zu einem nützlichen Knotenpunkt, um die durch Phosphatasen gesteuerte Abschirmung von Signalwegen und Mechanismen zu untersuchen, die eine fehlregulierte Dephosphorylierung mit krankheitsassoziierten Phänotypen verknüpfen.

PP2A-B56-γ Das CRISPR-Aktivierungsplasmid (h) bietet einen gezielten, nicht-destruktiven Ansatz zur Hochregulierung der endogenen PPP2R5C-Expression, ohne die zugrunde liegende DNA-Sequenz zu verändern.

PP2A-B56-γ Das CRISPR-Aktivierungsplasmid (h) ist ein aus drei Plasmiden bestehendes synergistisches Aktivierungsmediator-System (SAM), das für eine hocheffiziente, ortsspezifische transkriptionelle Hochregulation des PPP2R5C-Lokus in menschlichen Zelllinien entwickelt wurde. Das System basiert auf einem katalytisch inaktiven Cas9 (dCas9), das zwei inaktivierende Mutationen (D10A und N863A) trägt, welche die Nukleaseaktivität eliminieren, während die DNA-Bindung erhalten bleibt. Dieses dCas9 ist mit VP64, einem potenten Transkriptionsaktivator, fusioniert und wird zusammen mit einem Blasticidin-Resistenzgen zur Selektion koexprimiert. Das zweite Plasmid kodiert das MS2-p65-HSF1-Fusionsprotein, einen sekundären Aktivatorkomplex, der zusammen mit dCas9-VP64 wirkt, sowie ein Hygromycin-Resistenzgen. Das dritte Plasmid kodiert für eine zielspezifische 20-nt-sgRNA, die an zwei MS2-RNA-Aptamere fusioniert ist, welche den MS2-p65-HSF1-Komplex an die Aktivierungsstelle rekrutieren, begleitet von einem Puromycin-Resistenzgen. Die drei Plasmide werden im Massenverhältnis 1:1:1 verabreicht, um eine ausgewogene Expression aller Systemkomponenten zu gewährleisten.

Nach der Assemblierung am Zielort bindet der SAM-Komplex etwa 200 bp stromaufwärts der PPP2R5C-Transkriptionsstartstelle, wo VP64, p65 und HSF1 gemeinsam die Transkriptionsmaschinerie rekrutieren und die Hochregulation der endogenen PP2A-B56-γ-Expression vorantreiben. Im Gegensatz zu nukleaseaktivem Cas9 verursacht dCas9 keine Doppelstrangbrüche und verändert die genomische Sequenz nicht, wodurch der native PPP2R5C-Locus erhalten bleibt und die Untersuchung von PP2A-B56-γ-abhängigen Transkriptionsreaktionen am endogenen Locus ermöglicht wird. Dies macht es zu einem wertvollen Werkzeug für Funktionsstudien, die Identifizierung von Zielgenen und die Modellierung der Wiederherstellung des PP2A-B56-γ-Signalwegs in Tumorzellen mit stillgelegtem oder reduziertem PPP2R5C-Ausdruck.

Nur für Forschungszwecke. Nicht für diagnostische oder therapeutische Zwecke bestimmt.