CYP7A1 CRISPR Activation Plasmid (h): sc-401001-ACT

Das humane CYP7A1 kodiert die Cholesterin-7α-Hydroxylase, ein in der Leber stark exprimiertes Cytochrom‑P450‑Enzym, das den ersten und geschwindigkeitsbestimmenden Schritt des klassischen Biosynthesewegs für Gallensäuren aus Cholesterin katalysiert. Durch die Steuerung der Umwandlung von Cholesterin in primäre Gallensäuren beeinflusst CYP7A1 die Cholesterinhomöostase, die enterohepatische Signalübertragung und die Rückkopplungsregulation über nukleäre Rezeptoren wie FXR sowie nachgeschaltete metabolische Genprogramme. Eine veränderte CYP7A1‑Aktivität wurde mit dysregulierten Gallensäurepools, einer erhöhten Anfälligkeit für Hypercholesterinämie und metabolischen Phänotypen in Verbindung gebracht, die die Lipidabsorption und den hepatischen Lipidstoffwechsel betreffen. Als zentrale Schaltstelle des Sterol- und Gallensäurestoffwechsels ist CYP7A1 ein häufig untersuchtes Ziel in der Hepatozytenbiologie, der metabolischen Regulation und bei der Interaktion von Signalwegen mit Entzündung sowie Xenobiotika‑Antworten.

CYP7A1 Das CRISPR-Aktivierungsplasmid (h) bietet einen gezielten, nicht-destruktiven Ansatz zur Hochregulierung der endogenen CYP7A1-Expression, ohne die zugrunde liegende DNA-Sequenz zu verändern.

CYP7A1 Das CRISPR-Aktivierungsplasmid (h) ist ein aus drei Plasmiden bestehendes synergistisches Aktivierungsmediator-System (SAM), das für eine hocheffiziente, ortsspezifische transkriptionelle Hochregulation des CYP7A1-Lokus in menschlichen Zelllinien entwickelt wurde. Das System basiert auf einem katalytisch inaktiven Cas9 (dCas9), das zwei inaktivierende Mutationen (D10A und N863A) trägt, welche die Nukleaseaktivität eliminieren, während die DNA-Bindung erhalten bleibt. Dieses dCas9 ist mit VP64, einem potenten Transkriptionsaktivator, fusioniert und wird zusammen mit einem Blasticidin-Resistenzgen zur Selektion koexprimiert. Das zweite Plasmid kodiert das MS2-p65-HSF1-Fusionsprotein, einen sekundären Aktivatorkomplex, der zusammen mit dCas9-VP64 wirkt, sowie ein Hygromycin-Resistenzgen. Das dritte Plasmid kodiert für eine zielspezifische 20-nt-sgRNA, die an zwei MS2-RNA-Aptamere fusioniert ist, welche den MS2-p65-HSF1-Komplex an die Aktivierungsstelle rekrutieren, begleitet von einem Puromycin-Resistenzgen. Die drei Plasmide werden im Massenverhältnis 1:1:1 verabreicht, um eine ausgewogene Expression aller Systemkomponenten zu gewährleisten.

Nach der Assemblierung am Zielort bindet der SAM-Komplex etwa 200 bp stromaufwärts der CYP7A1-Transkriptionsstartstelle, wo VP64, p65 und HSF1 gemeinsam die Transkriptionsmaschinerie rekrutieren und die Hochregulation der endogenen CYP7A1-Expression vorantreiben. Im Gegensatz zu nukleaseaktivem Cas9 verursacht dCas9 keine Doppelstrangbrüche und verändert die genomische Sequenz nicht, wodurch der native CYP7A1-Locus erhalten bleibt und die Untersuchung von CYP7A1-abhängigen Transkriptionsreaktionen am endogenen Locus ermöglicht wird. Dies macht es zu einem wertvollen Werkzeug für Funktionsstudien, die Identifizierung von Zielgenen und die Modellierung der Wiederherstellung des CYP7A1-Signalwegs in Tumorzellen mit stillgelegtem oder reduziertem CYP7A1-Ausdruck.

Nur für Forschungszwecke. Nicht für diagnostische oder therapeutische Zwecke bestimmt.