caspase-5 p10 CRISPR Activation Plasmid (h): sc-401520-ACT

Humanes CASP5 kodiert Caspase‑5, eine inflammatorische Caspase, deren kleine p10‑Untereinheit während der proteolytischen Reifung des Zymogens entsteht und zur Bildung des aktiven Proteasekomplexes beiträgt. CASP5 ist an der angeborenen Immun-Signalübertragung nachgeschaltet an die zytosolische Gefahrenerkennung beteiligt und fördert die Aktivität inflammatorischer Caspasen, die pyroptotischen Zelltod und die Prozessierung von Zytokinen antreiben können, häufig in Koordination mit Inflammasom‑Signalwegen. Expression und Aktivierungszustand werden in Kontexten von Infektionen, steriler Entzündung und myeloider Zellaktivierung untersucht, in denen fehlregulierte inflammatorische Caspase‑Signale Gewebeschädigungsphänotypen beeinflussen können. CASP5 ist daher relevant für Mechanismen, die Mustererkennungs‑Signalgebung, Zelltodprogramme und Netzwerke der inflammatorischen Genexpression miteinander verknüpfen.

caspase-5 Das CRISPR-Aktivierungsplasmid (h) bietet einen gezielten, nicht-destruktiven Ansatz zur Hochregulierung der endogenen CASP5-Expression, ohne die zugrunde liegende DNA-Sequenz zu verändern.

caspase-5 Das CRISPR-Aktivierungsplasmid (h) ist ein aus drei Plasmiden bestehendes synergistisches Aktivierungsmediator-System (SAM), das für eine hocheffiziente, ortsspezifische transkriptionelle Hochregulation des CASP5-Lokus in menschlichen Zelllinien entwickelt wurde. Das System basiert auf einem katalytisch inaktiven Cas9 (dCas9), das zwei inaktivierende Mutationen (D10A und N863A) trägt, welche die Nukleaseaktivität eliminieren, während die DNA-Bindung erhalten bleibt. Dieses dCas9 ist mit VP64, einem potenten Transkriptionsaktivator, fusioniert und wird zusammen mit einem Blasticidin-Resistenzgen zur Selektion koexprimiert. Das zweite Plasmid kodiert das MS2-p65-HSF1-Fusionsprotein, einen sekundären Aktivatorkomplex, der zusammen mit dCas9-VP64 wirkt, sowie ein Hygromycin-Resistenzgen. Das dritte Plasmid kodiert für eine zielspezifische 20-nt-sgRNA, die an zwei MS2-RNA-Aptamere fusioniert ist, welche den MS2-p65-HSF1-Komplex an die Aktivierungsstelle rekrutieren, begleitet von einem Puromycin-Resistenzgen. Die drei Plasmide werden im Massenverhältnis 1:1:1 verabreicht, um eine ausgewogene Expression aller Systemkomponenten zu gewährleisten.

Nach der Assemblierung am Zielort bindet der SAM-Komplex etwa 200 bp stromaufwärts der CASP5-Transkriptionsstartstelle, wo VP64, p65 und HSF1 gemeinsam die Transkriptionsmaschinerie rekrutieren und die Hochregulation der endogenen caspase-5-Expression vorantreiben. Im Gegensatz zu nukleaseaktivem Cas9 verursacht dCas9 keine Doppelstrangbrüche und verändert die genomische Sequenz nicht, wodurch der native CASP5-Locus erhalten bleibt und die Untersuchung von caspase-5-abhängigen Transkriptionsreaktionen am endogenen Locus ermöglicht wird. Dies macht es zu einem wertvollen Werkzeug für Funktionsstudien, die Identifizierung von Zielgenen und die Modellierung der Wiederherstellung des caspase-5-Signalwegs in Tumorzellen mit stillgelegtem oder reduziertem CASP5-Ausdruck.

Nur für Forschungszwecke. Nicht für diagnostische oder therapeutische Zwecke bestimmt.