Olfr1261 CRISPR Activation Plasmid (m): sc-434614-ACT

Das murine Olfr1261 kodiert einen olfaktorischen Rezeptor aus der rhodopsinähnlichen Klasse‑A‑GPCR‑Familie, der typischerweise als chemosensorischer Detektor fungiert und über G‑Protein‑Signalübertragung an cAMP‑abhängige Signalwege sowie die nachgeschaltete Ionenkanalaktivität in olfaktorischen Neuronen koppelt. Obwohl olfaktorische Rezeptoren im Riechepithel angereichert sind, zeigen viele Familienmitglieder eine ektopische Expression, was Studien zu GPCR‑Trafficking, Membranlokalisation und stimulusabhängiger Signaltransduktion in unterschiedlichen zellulären Kontexten ermöglicht. Die Regulation von Olfr1261 kann breitere Mechanismen der Genwahl sensorischer Rezeptoren, der neuronalen Differenzierung und der chromatinvermittelten Kontrolle großer Rezeptorgencluster aufklären. Eine fehlregulierte GPCR‑Signalgebung und veränderte Expressionsmuster chemosensorischer Rezeptoren wurden mit Veränderungen bei Entzündung, Stoffwechsel und Tumorbiologie in Verbindung gebracht und stützen explorative Forschung zu nichtkanonischen Rollen olfaktorischer Rezeptoren, ohne klinische Ergebnisse zu implizieren.

Olfr1261 Das CRISPR-Aktivierungsplasmid (m) bietet einen gezielten, nicht-destruktiven Ansatz zur Hochregulierung der endogenen Olfr1261-Expression, ohne die zugrunde liegende DNA-Sequenz zu verändern.

Olfr1261 Das CRISPR-Aktivierungsplasmid (m) ist ein aus drei Plasmiden bestehendes synergistisches Aktivierungsmediator-System (SAM), das für eine hocheffiziente, ortsspezifische transkriptionelle Hochregulation des Olfr1261-Lokus in menschlichen Zelllinien entwickelt wurde. Das System basiert auf einem katalytisch inaktiven Cas9 (dCas9), das zwei inaktivierende Mutationen (D10A und N863A) trägt, welche die Nukleaseaktivität eliminieren, während die DNA-Bindung erhalten bleibt. Dieses dCas9 ist mit VP64, einem potenten Transkriptionsaktivator, fusioniert und wird zusammen mit einem Blasticidin-Resistenzgen zur Selektion koexprimiert. Das zweite Plasmid kodiert das MS2-p65-HSF1-Fusionsprotein, einen sekundären Aktivatorkomplex, der zusammen mit dCas9-VP64 wirkt, sowie ein Hygromycin-Resistenzgen. Das dritte Plasmid kodiert für eine zielspezifische 20-nt-sgRNA, die an zwei MS2-RNA-Aptamere fusioniert ist, welche den MS2-p65-HSF1-Komplex an die Aktivierungsstelle rekrutieren, begleitet von einem Puromycin-Resistenzgen. Die drei Plasmide werden im Massenverhältnis 1:1:1 verabreicht, um eine ausgewogene Expression aller Systemkomponenten zu gewährleisten.

Nach der Assemblierung am Zielort bindet der SAM-Komplex etwa 200 bp stromaufwärts der Olfr1261-Transkriptionsstartstelle, wo VP64, p65 und HSF1 gemeinsam die Transkriptionsmaschinerie rekrutieren und die Hochregulation der endogenen Olfr1261-Expression vorantreiben. Im Gegensatz zu nukleaseaktivem Cas9 verursacht dCas9 keine Doppelstrangbrüche und verändert die genomische Sequenz nicht, wodurch der native Olfr1261-Locus erhalten bleibt und die Untersuchung von Olfr1261-abhängigen Transkriptionsreaktionen am endogenen Locus ermöglicht wird. Dies macht es zu einem wertvollen Werkzeug für Funktionsstudien, die Identifizierung von Zielgenen und die Modellierung der Wiederherstellung des Olfr1261-Signalwegs in Tumorzellen mit stillgelegtem oder reduziertem Olfr1261-Ausdruck.

Nur für Forschungszwecke. Nicht für diagnostische oder therapeutische Zwecke bestimmt.