TMPRSS11A CRISPR Activation Plasmid (h): sc-415530-ACT

TMPRSS11A kodiert eine Typ‑II‑transmembrane Serinprotease, die an der Zelloberfläche lokalisiert ist und an der perizellulären Proteolyse an epithelialen Grenzflächen beteiligt ist. Durch die Spaltung extrazellulärer und membranassoziierter Substrate kann TMPRSS11A Programme der epithelialen Differenzierung, die Aufrechterhaltung der Barrierefunktion sowie protease‑aktivierte Signalnetzwerke beeinflussen, die Gewebeumbau und Entzündungsreaktionen mitgestalten. Seine Aktivität greift in breitere Serinprotease‑Kaskaden ein und kann die Verfügbarkeit bioaktiver Peptide sowie wachstumsfaktorbezogener Signale in der lokalen Mikroumgebung modulieren. Eine dysregulierte Expression membranverankerter Serinproteasen, einschließlich TMPRSS11A, wurde mit veränderter Atemwegs‑ und Schleimhautbiologie in Verbindung gebracht und im Kontext epithelialer Pathophysiologie sowie krebsassoziierten Protease‑Remodelings untersucht.

TMPRSS11A Das CRISPR-Aktivierungsplasmid (h) bietet einen gezielten, nicht-destruktiven Ansatz zur Hochregulierung der endogenen TMPRSS11A-Expression, ohne die zugrunde liegende DNA-Sequenz zu verändern.

TMPRSS11A Das CRISPR-Aktivierungsplasmid (h) ist ein aus drei Plasmiden bestehendes synergistisches Aktivierungsmediator-System (SAM), das für eine hocheffiziente, ortsspezifische transkriptionelle Hochregulation des TMPRSS11A-Lokus in menschlichen Zelllinien entwickelt wurde. Das System basiert auf einem katalytisch inaktiven Cas9 (dCas9), das zwei inaktivierende Mutationen (D10A und N863A) trägt, welche die Nukleaseaktivität eliminieren, während die DNA-Bindung erhalten bleibt. Dieses dCas9 ist mit VP64, einem potenten Transkriptionsaktivator, fusioniert und wird zusammen mit einem Blasticidin-Resistenzgen zur Selektion koexprimiert. Das zweite Plasmid kodiert das MS2-p65-HSF1-Fusionsprotein, einen sekundären Aktivatorkomplex, der zusammen mit dCas9-VP64 wirkt, sowie ein Hygromycin-Resistenzgen. Das dritte Plasmid kodiert für eine zielspezifische 20-nt-sgRNA, die an zwei MS2-RNA-Aptamere fusioniert ist, welche den MS2-p65-HSF1-Komplex an die Aktivierungsstelle rekrutieren, begleitet von einem Puromycin-Resistenzgen. Die drei Plasmide werden im Massenverhältnis 1:1:1 verabreicht, um eine ausgewogene Expression aller Systemkomponenten zu gewährleisten.

Nach der Assemblierung am Zielort bindet der SAM-Komplex etwa 200 bp stromaufwärts der TMPRSS11A-Transkriptionsstartstelle, wo VP64, p65 und HSF1 gemeinsam die Transkriptionsmaschinerie rekrutieren und die Hochregulation der endogenen TMPRSS11A-Expression vorantreiben. Im Gegensatz zu nukleaseaktivem Cas9 verursacht dCas9 keine Doppelstrangbrüche und verändert die genomische Sequenz nicht, wodurch der native TMPRSS11A-Locus erhalten bleibt und die Untersuchung von TMPRSS11A-abhängigen Transkriptionsreaktionen am endogenen Locus ermöglicht wird. Dies macht es zu einem wertvollen Werkzeug für Funktionsstudien, die Identifizierung von Zielgenen und die Modellierung der Wiederherstellung des TMPRSS11A-Signalwegs in Tumorzellen mit stillgelegtem oder reduziertem TMPRSS11A-Ausdruck.

Nur für Forschungszwecke. Nicht für diagnostische oder therapeutische Zwecke bestimmt.