C14orf37 CRISPR Activation Plasmid (h): sc-414550-ACT

C14orf37 (Mensch) kodiert ein nur unzureichend charakterisiertes Protein mit begrenzter funktioneller Annotation; die derzeitige Evidenz deutet darauf hin, dass es zur kontextabhängigen Regulation der Genexpression und zur zellulären Homöostase beitragen könnte. Untersuchungen auf Transkript-Ebene zeigen, dass die Expression von C14orf37 je nach Gewebe und experimenteller Perturbation variieren kann, wodurch der Lokus als Kandidat für die Erforschung der Transkriptionskontrolle und von Zellzustandsübergängen in Frage kommt. Obwohl die eindeutige Einordnung in Signalwege noch unvollständig ist, verknüpfen neue Hinweise aus Genomik- und Expressionsprofilierungen C14orf37 mit biologischen Programmen, die für Proliferation, Differenzierung und stressresponsive Signalübertragung relevant sind. Daher ist C14orf37 für mechanistische Studien von Interesse, die die endogene Gendosis mit in krankheitsrelevanten zellulären Modellen beobachteten Phänotypen in Verbindung bringen.

C14orf37 Das CRISPR-Aktivierungsplasmid (h) bietet einen gezielten, nicht-destruktiven Ansatz zur Hochregulierung der endogenen C14orf37-Expression, ohne die zugrunde liegende DNA-Sequenz zu verändern.

C14orf37 Das CRISPR-Aktivierungsplasmid (h) ist ein aus drei Plasmiden bestehendes synergistisches Aktivierungsmediator-System (SAM), das für eine hocheffiziente, ortsspezifische transkriptionelle Hochregulation des C14orf37-Lokus in menschlichen Zelllinien entwickelt wurde. Das System basiert auf einem katalytisch inaktiven Cas9 (dCas9), das zwei inaktivierende Mutationen (D10A und N863A) trägt, welche die Nukleaseaktivität eliminieren, während die DNA-Bindung erhalten bleibt. Dieses dCas9 ist mit VP64, einem potenten Transkriptionsaktivator, fusioniert und wird zusammen mit einem Blasticidin-Resistenzgen zur Selektion koexprimiert. Das zweite Plasmid kodiert das MS2-p65-HSF1-Fusionsprotein, einen sekundären Aktivatorkomplex, der zusammen mit dCas9-VP64 wirkt, sowie ein Hygromycin-Resistenzgen. Das dritte Plasmid kodiert für eine zielspezifische 20-nt-sgRNA, die an zwei MS2-RNA-Aptamere fusioniert ist, welche den MS2-p65-HSF1-Komplex an die Aktivierungsstelle rekrutieren, begleitet von einem Puromycin-Resistenzgen. Die drei Plasmide werden im Massenverhältnis 1:1:1 verabreicht, um eine ausgewogene Expression aller Systemkomponenten zu gewährleisten.

Nach der Assemblierung am Zielort bindet der SAM-Komplex etwa 200 bp stromaufwärts der C14orf37-Transkriptionsstartstelle, wo VP64, p65 und HSF1 gemeinsam die Transkriptionsmaschinerie rekrutieren und die Hochregulation der endogenen C14orf37-Expression vorantreiben. Im Gegensatz zu nukleaseaktivem Cas9 verursacht dCas9 keine Doppelstrangbrüche und verändert die genomische Sequenz nicht, wodurch der native C14orf37-Locus erhalten bleibt und die Untersuchung von C14orf37-abhängigen Transkriptionsreaktionen am endogenen Locus ermöglicht wird. Dies macht es zu einem wertvollen Werkzeug für Funktionsstudien, die Identifizierung von Zielgenen und die Modellierung der Wiederherstellung des C14orf37-Signalwegs in Tumorzellen mit stillgelegtem oder reduziertem C14orf37-Ausdruck.

Nur für Forschungszwecke. Nicht für diagnostische oder therapeutische Zwecke bestimmt.