SLC35A2 CRISPR Activation Plasmid (h): sc-408155-ACT

SLC35A2 kodiert einen im Golgi-Apparat lokalisierten UDP‑Galactose-Transporter, der aktivierte Galactose aus dem Zytosol in das Golgi-Lumen importiert, um die Galactosylierung von N‑ und O‑gebundenen Glykanen sowie Glykolipiden zu ermöglichen. Durch die Kontrolle der Verfügbarkeit von Nukleotidzuckern beeinflusst SLC35A2 die Reifung von Glykoproteinen, die Funktion von Zelloberflächenrezeptoren, den vesikulären Transport und die Homöostase des sekretorischen Weges. Eine veränderte SLC35A2-Aktivität wurde mit Defekten in der Proteinglykosylierung in Verbindung gebracht, mit nachgeschalteten Auswirkungen auf Zellsignale und die Gewebeentwicklung; zudem wird das Gen häufig im Kontext angeborener Glykosylierungsstörungen und der Biologie mosaikartiger Mutationen untersucht. Dieses Gen ist daher relevant für die Forschung zu glykanabhängigen Mechanismen, die Adhäsion, Immunerkennung und die Stabilität von Membranproteinen prägen.

SLC35A2 Das CRISPR-Aktivierungsplasmid (h) bietet einen gezielten, nicht-destruktiven Ansatz zur Hochregulierung der endogenen SLC35A2-Expression, ohne die zugrunde liegende DNA-Sequenz zu verändern.

SLC35A2 Das CRISPR-Aktivierungsplasmid (h) ist ein aus drei Plasmiden bestehendes synergistisches Aktivierungsmediator-System (SAM), das für eine hocheffiziente, ortsspezifische transkriptionelle Hochregulation des SLC35A2-Lokus in menschlichen Zelllinien entwickelt wurde. Das System basiert auf einem katalytisch inaktiven Cas9 (dCas9), das zwei inaktivierende Mutationen (D10A und N863A) trägt, welche die Nukleaseaktivität eliminieren, während die DNA-Bindung erhalten bleibt. Dieses dCas9 ist mit VP64, einem potenten Transkriptionsaktivator, fusioniert und wird zusammen mit einem Blasticidin-Resistenzgen zur Selektion koexprimiert. Das zweite Plasmid kodiert das MS2-p65-HSF1-Fusionsprotein, einen sekundären Aktivatorkomplex, der zusammen mit dCas9-VP64 wirkt, sowie ein Hygromycin-Resistenzgen. Das dritte Plasmid kodiert für eine zielspezifische 20-nt-sgRNA, die an zwei MS2-RNA-Aptamere fusioniert ist, welche den MS2-p65-HSF1-Komplex an die Aktivierungsstelle rekrutieren, begleitet von einem Puromycin-Resistenzgen. Die drei Plasmide werden im Massenverhältnis 1:1:1 verabreicht, um eine ausgewogene Expression aller Systemkomponenten zu gewährleisten.

Nach der Assemblierung am Zielort bindet der SAM-Komplex etwa 200 bp stromaufwärts der SLC35A2-Transkriptionsstartstelle, wo VP64, p65 und HSF1 gemeinsam die Transkriptionsmaschinerie rekrutieren und die Hochregulation der endogenen SLC35A2-Expression vorantreiben. Im Gegensatz zu nukleaseaktivem Cas9 verursacht dCas9 keine Doppelstrangbrüche und verändert die genomische Sequenz nicht, wodurch der native SLC35A2-Locus erhalten bleibt und die Untersuchung von SLC35A2-abhängigen Transkriptionsreaktionen am endogenen Locus ermöglicht wird. Dies macht es zu einem wertvollen Werkzeug für Funktionsstudien, die Identifizierung von Zielgenen und die Modellierung der Wiederherstellung des SLC35A2-Signalwegs in Tumorzellen mit stillgelegtem oder reduziertem SLC35A2-Ausdruck.

Nur für Forschungszwecke. Nicht für diagnostische oder therapeutische Zwecke bestimmt.