CYP2A6 CRISPR Activation Plasmid (h): sc-403448-ACT

CYP2A6 kodiert eine hepatische Cytochrom-P450-Monooxygenase, die den oxidativen Stoffwechsel einer Vielzahl von Xenobiotika und endogenen Substraten katalysiert und damit zum Phase‑I‑Arzneistoffmetabolismus sowie zur chemischen Biotransformation beiträgt. Es ist ein wichtiges Enzym für die C‑Oxidation von Nikotin zu Cotinin und ist an Stoffwechselwegen der Aktivierung/Entgiftung beteiligt, die die zelluläre Exposition gegenüber reaktiven Zwischenprodukten und oxidativem Stress beeinflussen. Unterschiede in Expression oder Aktivität von CYP2A6 stehen mit interindividuellen Unterschieden in der Xenobiotika-Clearance und der Anfälligkeit für chemikalieninduzierte Toxizität in Zusammenhang und prägen risikorelevante Phänotypen in der pharmakologischen und toxikologischen Forschung. CYP2A6 wird daher häufig in Studien zur Enzymregulation, zu metabolismusvermittelten DNA-Schäden und zur leberzentrierten Systembiologie eingesetzt.

CYP2A6 Das CRISPR-Aktivierungsplasmid (h) bietet einen gezielten, nicht-destruktiven Ansatz zur Hochregulierung der endogenen CYP2A6-Expression, ohne die zugrunde liegende DNA-Sequenz zu verändern.

CYP2A6 Das CRISPR-Aktivierungsplasmid (h) ist ein aus drei Plasmiden bestehendes synergistisches Aktivierungsmediator-System (SAM), das für eine hocheffiziente, ortsspezifische transkriptionelle Hochregulation des CYP2A6-Lokus in menschlichen Zelllinien entwickelt wurde. Das System basiert auf einem katalytisch inaktiven Cas9 (dCas9), das zwei inaktivierende Mutationen (D10A und N863A) trägt, welche die Nukleaseaktivität eliminieren, während die DNA-Bindung erhalten bleibt. Dieses dCas9 ist mit VP64, einem potenten Transkriptionsaktivator, fusioniert und wird zusammen mit einem Blasticidin-Resistenzgen zur Selektion koexprimiert. Das zweite Plasmid kodiert das MS2-p65-HSF1-Fusionsprotein, einen sekundären Aktivatorkomplex, der zusammen mit dCas9-VP64 wirkt, sowie ein Hygromycin-Resistenzgen. Das dritte Plasmid kodiert für eine zielspezifische 20-nt-sgRNA, die an zwei MS2-RNA-Aptamere fusioniert ist, welche den MS2-p65-HSF1-Komplex an die Aktivierungsstelle rekrutieren, begleitet von einem Puromycin-Resistenzgen. Die drei Plasmide werden im Massenverhältnis 1:1:1 verabreicht, um eine ausgewogene Expression aller Systemkomponenten zu gewährleisten.

Nach der Assemblierung am Zielort bindet der SAM-Komplex etwa 200 bp stromaufwärts der CYP2A6-Transkriptionsstartstelle, wo VP64, p65 und HSF1 gemeinsam die Transkriptionsmaschinerie rekrutieren und die Hochregulation der endogenen CYP2A6-Expression vorantreiben. Im Gegensatz zu nukleaseaktivem Cas9 verursacht dCas9 keine Doppelstrangbrüche und verändert die genomische Sequenz nicht, wodurch der native CYP2A6-Locus erhalten bleibt und die Untersuchung von CYP2A6-abhängigen Transkriptionsreaktionen am endogenen Locus ermöglicht wird. Dies macht es zu einem wertvollen Werkzeug für Funktionsstudien, die Identifizierung von Zielgenen und die Modellierung der Wiederherstellung des CYP2A6-Signalwegs in Tumorzellen mit stillgelegtem oder reduziertem CYP2A6-Ausdruck.

Nur für Forschungszwecke. Nicht für diagnostische oder therapeutische Zwecke bestimmt.