cathepsin C CRISPR Activation Plasmid (h): sc-401814-ACT

CTSC kodiert Cathepsin C (Dipeptidylpeptidase I), eine lysosomale Cystein-Exopeptidase, die N‑terminale Dipeptide abspaltet, um eine Reihe von Serinprotease-Zymogenen in Granula myeloider Zellen und zytotoxischer Lymphozyten zu aktivieren. Durch die Kontrolle der Aktivierung von neutrophiler Elastase, Cathepsin G, Proteinase 3 und Granzymen verbindet Cathepsin C die Biologie von Lysosomen/Granula mit Effektorfunktionen der angeborenen Immunität, inflammatorischer Signalgebung und dem Umbau der extrazellulären Matrix. Die CTSC-Aktivität ist daher für Signalwege relevant, die die Degranulation von Leukozyten, die antimikrobielle Abwehr und eine proteasegetriebene Gewebehomöostase steuern. Eine veränderte CTSC-Funktion oder -Expression wurde mit Immundysregulation und inflammatorischen Phänotypen in Verbindung gebracht und wird im Kontext der Infektionsbiologie, neutrophilenvermittelter Pathologien und proteaseabhängigen Remodellings untersucht.

cathepsin C Das CRISPR-Aktivierungsplasmid (h) bietet einen gezielten, nicht-destruktiven Ansatz zur Hochregulierung der endogenen CTSC-Expression, ohne die zugrunde liegende DNA-Sequenz zu verändern.

cathepsin C Das CRISPR-Aktivierungsplasmid (h) ist ein aus drei Plasmiden bestehendes synergistisches Aktivierungsmediator-System (SAM), das für eine hocheffiziente, ortsspezifische transkriptionelle Hochregulation des CTSC-Lokus in menschlichen Zelllinien entwickelt wurde. Das System basiert auf einem katalytisch inaktiven Cas9 (dCas9), das zwei inaktivierende Mutationen (D10A und N863A) trägt, welche die Nukleaseaktivität eliminieren, während die DNA-Bindung erhalten bleibt. Dieses dCas9 ist mit VP64, einem potenten Transkriptionsaktivator, fusioniert und wird zusammen mit einem Blasticidin-Resistenzgen zur Selektion koexprimiert. Das zweite Plasmid kodiert das MS2-p65-HSF1-Fusionsprotein, einen sekundären Aktivatorkomplex, der zusammen mit dCas9-VP64 wirkt, sowie ein Hygromycin-Resistenzgen. Das dritte Plasmid kodiert für eine zielspezifische 20-nt-sgRNA, die an zwei MS2-RNA-Aptamere fusioniert ist, welche den MS2-p65-HSF1-Komplex an die Aktivierungsstelle rekrutieren, begleitet von einem Puromycin-Resistenzgen. Die drei Plasmide werden im Massenverhältnis 1:1:1 verabreicht, um eine ausgewogene Expression aller Systemkomponenten zu gewährleisten.

Nach der Assemblierung am Zielort bindet der SAM-Komplex etwa 200 bp stromaufwärts der CTSC-Transkriptionsstartstelle, wo VP64, p65 und HSF1 gemeinsam die Transkriptionsmaschinerie rekrutieren und die Hochregulation der endogenen cathepsin C-Expression vorantreiben. Im Gegensatz zu nukleaseaktivem Cas9 verursacht dCas9 keine Doppelstrangbrüche und verändert die genomische Sequenz nicht, wodurch der native CTSC-Locus erhalten bleibt und die Untersuchung von cathepsin C-abhängigen Transkriptionsreaktionen am endogenen Locus ermöglicht wird. Dies macht es zu einem wertvollen Werkzeug für Funktionsstudien, die Identifizierung von Zielgenen und die Modellierung der Wiederherstellung des cathepsin C-Signalwegs in Tumorzellen mit stillgelegtem oder reduziertem CTSC-Ausdruck.

Nur für Forschungszwecke. Nicht für diagnostische oder therapeutische Zwecke bestimmt.