TREM-1 CRISPR Activation Plasmid (m): sc-425490-ACT

Maus-Trem1 kodiert TREM-1, einen Immunrezeptor der TREM-Familie, der überwiegend von Zellen der myeloischen Linie wie Neutrophilen sowie Monozyten/Makrophagen exprimiert wird. Über die Assoziation mit dem Adapter TYROBP/DAP12 und nachgeschaltete ITAM-abhängige Signalübertragung verstärkt TREM-1 entzündliche Antworten, fördert die Produktion von Zytokinen und Chemokinen und prägt die Aktivierung der angeborenen Immunität. Die TREM-1-Signalgebung überschneidet sich mit Signalwegen von Mustererkennungsrezeptoren, einschließlich Toll-like-Rezeptor-vermittelter Antworten, um die Rekrutierung von Leukozyten, die Degranulation und das entzündliche Grundniveau im Gewebe zu modulieren. Eine fehlregulierte TREM-1-Aktivität wurde mit überschießender Entzündung sowohl bei infektiösen als auch bei sterilen Entzündungssituationen in Verbindung gebracht, wodurch Trem1 ein relevantes Ziel für mechanistische Studien der myeloid-getriebenen Immunpathologie darstellt.

TREM-1 Das CRISPR-Aktivierungsplasmid (m) bietet einen gezielten, nicht-destruktiven Ansatz zur Hochregulierung der endogenen Trem1-Expression, ohne die zugrunde liegende DNA-Sequenz zu verändern.

TREM-1 Das CRISPR-Aktivierungsplasmid (m) ist ein aus drei Plasmiden bestehendes synergistisches Aktivierungsmediator-System (SAM), das für eine hocheffiziente, ortsspezifische transkriptionelle Hochregulation des Trem1-Lokus in menschlichen Zelllinien entwickelt wurde. Das System basiert auf einem katalytisch inaktiven Cas9 (dCas9), das zwei inaktivierende Mutationen (D10A und N863A) trägt, welche die Nukleaseaktivität eliminieren, während die DNA-Bindung erhalten bleibt. Dieses dCas9 ist mit VP64, einem potenten Transkriptionsaktivator, fusioniert und wird zusammen mit einem Blasticidin-Resistenzgen zur Selektion koexprimiert. Das zweite Plasmid kodiert das MS2-p65-HSF1-Fusionsprotein, einen sekundären Aktivatorkomplex, der zusammen mit dCas9-VP64 wirkt, sowie ein Hygromycin-Resistenzgen. Das dritte Plasmid kodiert für eine zielspezifische 20-nt-sgRNA, die an zwei MS2-RNA-Aptamere fusioniert ist, welche den MS2-p65-HSF1-Komplex an die Aktivierungsstelle rekrutieren, begleitet von einem Puromycin-Resistenzgen. Die drei Plasmide werden im Massenverhältnis 1:1:1 verabreicht, um eine ausgewogene Expression aller Systemkomponenten zu gewährleisten.

Nach der Assemblierung am Zielort bindet der SAM-Komplex etwa 200 bp stromaufwärts der Trem1-Transkriptionsstartstelle, wo VP64, p65 und HSF1 gemeinsam die Transkriptionsmaschinerie rekrutieren und die Hochregulation der endogenen TREM-1-Expression vorantreiben. Im Gegensatz zu nukleaseaktivem Cas9 verursacht dCas9 keine Doppelstrangbrüche und verändert die genomische Sequenz nicht, wodurch der native Trem1-Locus erhalten bleibt und die Untersuchung von TREM-1-abhängigen Transkriptionsreaktionen am endogenen Locus ermöglicht wird. Dies macht es zu einem wertvollen Werkzeug für Funktionsstudien, die Identifizierung von Zielgenen und die Modellierung der Wiederherstellung des TREM-1-Signalwegs in Tumorzellen mit stillgelegtem oder reduziertem Trem1-Ausdruck.

Nur für Forschungszwecke. Nicht für diagnostische oder therapeutische Zwecke bestimmt.