JHDM1D CRISPR Activation Plasmid (h): sc-405142-ACT

KDM7A (auch bekannt als JHDM1D) kodiert eine Jumonji-C-Domäne enthaltende Histon-Demethylase, die die Chromatinzugänglichkeit moduliert, indem sie repressiv wirkende Methylmarkierungen an Lysinresten von Histon H3 entfernt und dadurch Transkriptionsprogramme formt. Durch epigenetische Regulation beeinflusst JHDM1D Prozesse wie die Festlegung von Zellschicksalen, die expressionsspezifische Aktivierung von Linien-/Differenzierungsgenen sowie die Koordination entwicklungs- und stressantwortbezogener Transkriptionsnetzwerke. Fehlregulierte Dynamiken der Histonmethylierung unter Beteiligung von KDM7A wurden mit aberranten Transkriptionszuständen in Verbindung gebracht, die für onkogene Transformation und neuroentwicklungsbezogene Phänotypen relevant sind, was es zu einem nützlichen Knotenpunkt für mechanistische Studien der chromatingesteuerten Genregulation macht. Seine Aktivität überschneidet sich mit breiteren epigenetischen Signalwegen, die den Status von Histonmodifikationen mit der RNA-Polymerase-II-abhängigen Transkription und der Aufrechterhaltung der zellulären Identität koppeln.

JHDM1D Das CRISPR-Aktivierungsplasmid (h) bietet einen gezielten, nicht-destruktiven Ansatz zur Hochregulierung der endogenen KDM7A-Expression, ohne die zugrunde liegende DNA-Sequenz zu verändern.

JHDM1D Das CRISPR-Aktivierungsplasmid (h) ist ein aus drei Plasmiden bestehendes synergistisches Aktivierungsmediator-System (SAM), das für eine hocheffiziente, ortsspezifische transkriptionelle Hochregulation des KDM7A-Lokus in menschlichen Zelllinien entwickelt wurde. Das System basiert auf einem katalytisch inaktiven Cas9 (dCas9), das zwei inaktivierende Mutationen (D10A und N863A) trägt, welche die Nukleaseaktivität eliminieren, während die DNA-Bindung erhalten bleibt. Dieses dCas9 ist mit VP64, einem potenten Transkriptionsaktivator, fusioniert und wird zusammen mit einem Blasticidin-Resistenzgen zur Selektion koexprimiert. Das zweite Plasmid kodiert das MS2-p65-HSF1-Fusionsprotein, einen sekundären Aktivatorkomplex, der zusammen mit dCas9-VP64 wirkt, sowie ein Hygromycin-Resistenzgen. Das dritte Plasmid kodiert für eine zielspezifische 20-nt-sgRNA, die an zwei MS2-RNA-Aptamere fusioniert ist, welche den MS2-p65-HSF1-Komplex an die Aktivierungsstelle rekrutieren, begleitet von einem Puromycin-Resistenzgen. Die drei Plasmide werden im Massenverhältnis 1:1:1 verabreicht, um eine ausgewogene Expression aller Systemkomponenten zu gewährleisten.

Nach der Assemblierung am Zielort bindet der SAM-Komplex etwa 200 bp stromaufwärts der KDM7A-Transkriptionsstartstelle, wo VP64, p65 und HSF1 gemeinsam die Transkriptionsmaschinerie rekrutieren und die Hochregulation der endogenen JHDM1D-Expression vorantreiben. Im Gegensatz zu nukleaseaktivem Cas9 verursacht dCas9 keine Doppelstrangbrüche und verändert die genomische Sequenz nicht, wodurch der native KDM7A-Locus erhalten bleibt und die Untersuchung von JHDM1D-abhängigen Transkriptionsreaktionen am endogenen Locus ermöglicht wird. Dies macht es zu einem wertvollen Werkzeug für Funktionsstudien, die Identifizierung von Zielgenen und die Modellierung der Wiederherstellung des JHDM1D-Signalwegs in Tumorzellen mit stillgelegtem oder reduziertem KDM7A-Ausdruck.

Nur für Forschungszwecke. Nicht für diagnostische oder therapeutische Zwecke bestimmt.