calsequestrin 2 CRISPR Activation Plasmid (h): sc-402912-ACT

CASQ2 kodiert Calsequestrin 2, das wichtigste Ca2+-bindende Protein im Lumen des sarkoplasmatischen Retikulums (SR) von Kardiomyozyten, das intraluminales Calcium puffert und zur Ausgestaltung der Erregungs‑Kontraktions‑Kopplung beiträgt. Durch die Organisation von Ca2+-Speicherung und -Freisetzung in unmittelbarer Nähe zu Ryanodinrezeptor‑Komplexen beeinflusst Calsequestrin 2 die calciuminduzierte Calciumfreisetzung, die Wiederauffüllung des SR sowie die Signalübertragung der Calciumhomöostase. Eine Störung der CASQ2-Expression oder -Funktion verändert die Ca2+-Beladung des SR und die Freisetzungsdynamik und trägt so zu einer abnormen Calciumhandhabung und arrhythmogenen zellulären Phänotypen bei. Diese Eigenschaften machen CASQ2 zu einem zentralen Knotenpunkt für die Untersuchung des kardialen Calciumzyklus, von Stressantworten und von Mechanismen, die eine SR‑Calcium‑Dysregulation mit erblichen Rhythmusstörungen verknüpfen.

calsequestrin 2 Das CRISPR-Aktivierungsplasmid (h) bietet einen gezielten, nicht-destruktiven Ansatz zur Hochregulierung der endogenen CASQ2-Expression, ohne die zugrunde liegende DNA-Sequenz zu verändern.

calsequestrin 2 Das CRISPR-Aktivierungsplasmid (h) ist ein aus drei Plasmiden bestehendes synergistisches Aktivierungsmediator-System (SAM), das für eine hocheffiziente, ortsspezifische transkriptionelle Hochregulation des CASQ2-Lokus in menschlichen Zelllinien entwickelt wurde. Das System basiert auf einem katalytisch inaktiven Cas9 (dCas9), das zwei inaktivierende Mutationen (D10A und N863A) trägt, welche die Nukleaseaktivität eliminieren, während die DNA-Bindung erhalten bleibt. Dieses dCas9 ist mit VP64, einem potenten Transkriptionsaktivator, fusioniert und wird zusammen mit einem Blasticidin-Resistenzgen zur Selektion koexprimiert. Das zweite Plasmid kodiert das MS2-p65-HSF1-Fusionsprotein, einen sekundären Aktivatorkomplex, der zusammen mit dCas9-VP64 wirkt, sowie ein Hygromycin-Resistenzgen. Das dritte Plasmid kodiert für eine zielspezifische 20-nt-sgRNA, die an zwei MS2-RNA-Aptamere fusioniert ist, welche den MS2-p65-HSF1-Komplex an die Aktivierungsstelle rekrutieren, begleitet von einem Puromycin-Resistenzgen. Die drei Plasmide werden im Massenverhältnis 1:1:1 verabreicht, um eine ausgewogene Expression aller Systemkomponenten zu gewährleisten.

Nach der Assemblierung am Zielort bindet der SAM-Komplex etwa 200 bp stromaufwärts der CASQ2-Transkriptionsstartstelle, wo VP64, p65 und HSF1 gemeinsam die Transkriptionsmaschinerie rekrutieren und die Hochregulation der endogenen calsequestrin 2-Expression vorantreiben. Im Gegensatz zu nukleaseaktivem Cas9 verursacht dCas9 keine Doppelstrangbrüche und verändert die genomische Sequenz nicht, wodurch der native CASQ2-Locus erhalten bleibt und die Untersuchung von calsequestrin 2-abhängigen Transkriptionsreaktionen am endogenen Locus ermöglicht wird. Dies macht es zu einem wertvollen Werkzeug für Funktionsstudien, die Identifizierung von Zielgenen und die Modellierung der Wiederherstellung des calsequestrin 2-Signalwegs in Tumorzellen mit stillgelegtem oder reduziertem CASQ2-Ausdruck.

Nur für Forschungszwecke. Nicht für diagnostische oder therapeutische Zwecke bestimmt.