CST CRISPR Activation Plasmid (h): sc-404388-ACT

SLC35A1 kodiert den CMP-Sialinsäure-Transporter (CST), einen im Golgi-Apparat lokalisierten Nukleotidzucker-Transporter, der CMP–N‑Acetylneuraminsäure aus dem Zytosol in das Golgi-Lumen importiert, um die terminale Sialylierung von Glykoproteinen und Glykolipiden zu ermöglichen. Indem CST die Verfügbarkeit aktivierter Sialinsäure für Sialyltransferasen reguliert, beeinflusst er über die globale Kontrolle der Glykosylierung den Proteintransport, die Stabilität von Rezeptoren, die Zell‑Zell‑Erkennung und Phänotypen der Immuninteraktion. Eine veränderte SLC35A1-Aktivität kann die Sialylierungsmuster an der Zelloberfläche so umgestalten, dass Signalübertragung, Adhäsion und Pathogeninteraktionen beeinflusst werden, was SLC35A1 für Studien zu Glykosylierungsstörungen und zu Mechanismen relevant macht, die das Umbauen von Glykanen mit zellulärem Stress und krankheitsassoziierten Phänotypen verknüpfen.

CST Das CRISPR-Aktivierungsplasmid (h) bietet einen gezielten, nicht-destruktiven Ansatz zur Hochregulierung der endogenen SLC35A1-Expression, ohne die zugrunde liegende DNA-Sequenz zu verändern.

CST Das CRISPR-Aktivierungsplasmid (h) ist ein aus drei Plasmiden bestehendes synergistisches Aktivierungsmediator-System (SAM), das für eine hocheffiziente, ortsspezifische transkriptionelle Hochregulation des SLC35A1-Lokus in menschlichen Zelllinien entwickelt wurde. Das System basiert auf einem katalytisch inaktiven Cas9 (dCas9), das zwei inaktivierende Mutationen (D10A und N863A) trägt, welche die Nukleaseaktivität eliminieren, während die DNA-Bindung erhalten bleibt. Dieses dCas9 ist mit VP64, einem potenten Transkriptionsaktivator, fusioniert und wird zusammen mit einem Blasticidin-Resistenzgen zur Selektion koexprimiert. Das zweite Plasmid kodiert das MS2-p65-HSF1-Fusionsprotein, einen sekundären Aktivatorkomplex, der zusammen mit dCas9-VP64 wirkt, sowie ein Hygromycin-Resistenzgen. Das dritte Plasmid kodiert für eine zielspezifische 20-nt-sgRNA, die an zwei MS2-RNA-Aptamere fusioniert ist, welche den MS2-p65-HSF1-Komplex an die Aktivierungsstelle rekrutieren, begleitet von einem Puromycin-Resistenzgen. Die drei Plasmide werden im Massenverhältnis 1:1:1 verabreicht, um eine ausgewogene Expression aller Systemkomponenten zu gewährleisten.

Nach der Assemblierung am Zielort bindet der SAM-Komplex etwa 200 bp stromaufwärts der SLC35A1-Transkriptionsstartstelle, wo VP64, p65 und HSF1 gemeinsam die Transkriptionsmaschinerie rekrutieren und die Hochregulation der endogenen CST-Expression vorantreiben. Im Gegensatz zu nukleaseaktivem Cas9 verursacht dCas9 keine Doppelstrangbrüche und verändert die genomische Sequenz nicht, wodurch der native SLC35A1-Locus erhalten bleibt und die Untersuchung von CST-abhängigen Transkriptionsreaktionen am endogenen Locus ermöglicht wird. Dies macht es zu einem wertvollen Werkzeug für Funktionsstudien, die Identifizierung von Zielgenen und die Modellierung der Wiederherstellung des CST-Signalwegs in Tumorzellen mit stillgelegtem oder reduziertem SLC35A1-Ausdruck.

Nur für Forschungszwecke. Nicht für diagnostische oder therapeutische Zwecke bestimmt.