Sialyltransferase 7A CRISPR Activation Plasmid (h): sc-406723-ACT

ST6GALNAC1 kodiert die humane Sialyltransferase 7A, eine im Golgi-Apparat lokalisierte Glykosyltransferase, die die α2,6‑Sialylierung von GalNAc‑Resten auf O‑Glykanen katalysiert und damit Mucin‑typische Glykosylierungsmuster an der Zelloberfläche sowie in sezernierten Proteinen mitprägt. Durch die Steuerung der terminalen Präsentation von Sialinsäure beeinflusst sie glykanabhängige Prozesse, darunter Proteinstabilität, Rezeptor‑Ligand‑Interaktionen und lektinvermittelte Signalgebung innerhalb des sekretorischen Wegs. Eine veränderte ST6GALNAC1‑Aktivität kann die Zusammensetzung sialylierter Glykoepitope verschieben und wurde mit Veränderungen in Zelladhäsion und immunologischer Erkennung in Verbindung gebracht, was sie für Studien zur tumorassoziierten Glykosylierung und zu inflammatorischen Mikroumgebungen relevant macht. Daher wird dieses Gen häufig in pfadbezogenen Analysen zum Umbau der Glykosylierung, zur epithelialen Differenzierung und zur Zell‑Matrix‑Kommunikation untersucht.

Sialyltransferase 7A Das CRISPR-Aktivierungsplasmid (h) bietet einen gezielten, nicht-destruktiven Ansatz zur Hochregulierung der endogenen ST6GALNAC1-Expression, ohne die zugrunde liegende DNA-Sequenz zu verändern.

Sialyltransferase 7A Das CRISPR-Aktivierungsplasmid (h) ist ein aus drei Plasmiden bestehendes synergistisches Aktivierungsmediator-System (SAM), das für eine hocheffiziente, ortsspezifische transkriptionelle Hochregulation des ST6GALNAC1-Lokus in menschlichen Zelllinien entwickelt wurde. Das System basiert auf einem katalytisch inaktiven Cas9 (dCas9), das zwei inaktivierende Mutationen (D10A und N863A) trägt, welche die Nukleaseaktivität eliminieren, während die DNA-Bindung erhalten bleibt. Dieses dCas9 ist mit VP64, einem potenten Transkriptionsaktivator, fusioniert und wird zusammen mit einem Blasticidin-Resistenzgen zur Selektion koexprimiert. Das zweite Plasmid kodiert das MS2-p65-HSF1-Fusionsprotein, einen sekundären Aktivatorkomplex, der zusammen mit dCas9-VP64 wirkt, sowie ein Hygromycin-Resistenzgen. Das dritte Plasmid kodiert für eine zielspezifische 20-nt-sgRNA, die an zwei MS2-RNA-Aptamere fusioniert ist, welche den MS2-p65-HSF1-Komplex an die Aktivierungsstelle rekrutieren, begleitet von einem Puromycin-Resistenzgen. Die drei Plasmide werden im Massenverhältnis 1:1:1 verabreicht, um eine ausgewogene Expression aller Systemkomponenten zu gewährleisten.

Nach der Assemblierung am Zielort bindet der SAM-Komplex etwa 200 bp stromaufwärts der ST6GALNAC1-Transkriptionsstartstelle, wo VP64, p65 und HSF1 gemeinsam die Transkriptionsmaschinerie rekrutieren und die Hochregulation der endogenen Sialyltransferase 7A-Expression vorantreiben. Im Gegensatz zu nukleaseaktivem Cas9 verursacht dCas9 keine Doppelstrangbrüche und verändert die genomische Sequenz nicht, wodurch der native ST6GALNAC1-Locus erhalten bleibt und die Untersuchung von Sialyltransferase 7A-abhängigen Transkriptionsreaktionen am endogenen Locus ermöglicht wird. Dies macht es zu einem wertvollen Werkzeug für Funktionsstudien, die Identifizierung von Zielgenen und die Modellierung der Wiederherstellung des Sialyltransferase 7A-Signalwegs in Tumorzellen mit stillgelegtem oder reduziertem ST6GALNAC1-Ausdruck.

Nur für Forschungszwecke. Nicht für diagnostische oder therapeutische Zwecke bestimmt.