Nicotinic Acetylcholine Receptor beta 1/CHRNB1 CRISPR Activation Plasmid (h): sc-404205-ACT

CHRNB1 kodiert die β1‑Untereinheit des muskeltypischen nikotinischen Acetylcholinrezeptors (nAChR), eines ligandengesteuerten Ionenkanals, der sich mit α‑, δ‑ und ε/γ‑Untereinheiten zusammenlagert und die schnelle synaptische Transmission an der neuromuskulären Endplatte vermittelt. Nach Bindung von Acetylcholin öffnet sich der Rezeptor und ermöglicht den Kationenfluss; dadurch wird cholinerge Signalübertragung mit Membrandepolarisation, der Erregungs‑Kontraktions‑Kopplung und der aktivitätsabhängigen Umgestaltung der postsynaptischen Architektur verknüpft. Die Funktion von CHRNB1 ist in das Agrin–LRP4–MuSK‑Signalnetzwerk sowie in die durch Acetylcholinesterase regulierte synaptische Clearance eingebunden, die gemeinsam die Stabilität der Endplatte und die Erregbarkeit des Muskels aufrechterhalten. Genetische oder autoimmune Störungen, die die Integrität des nAChR beeinträchtigen, sind mit kongenitalen myasthenen Syndromen und Mechanismen im Zusammenhang mit Myasthenia gravis assoziiert, was CHRNB1 zu einem zentralen Ziel für die Untersuchung von Defekten der neuromuskulären Transmission und der Rezeptorassemblierung macht.

Nicotinic Acetylcholine Receptor beta 1/CHRNB1 Das CRISPR-Aktivierungsplasmid (h) bietet einen gezielten, nicht-destruktiven Ansatz zur Hochregulierung der endogenen CHRNB1-Expression, ohne die zugrunde liegende DNA-Sequenz zu verändern.

Nicotinic Acetylcholine Receptor beta 1/CHRNB1 Das CRISPR-Aktivierungsplasmid (h) ist ein aus drei Plasmiden bestehendes synergistisches Aktivierungsmediator-System (SAM), das für eine hocheffiziente, ortsspezifische transkriptionelle Hochregulation des CHRNB1-Lokus in menschlichen Zelllinien entwickelt wurde. Das System basiert auf einem katalytisch inaktiven Cas9 (dCas9), das zwei inaktivierende Mutationen (D10A und N863A) trägt, welche die Nukleaseaktivität eliminieren, während die DNA-Bindung erhalten bleibt. Dieses dCas9 ist mit VP64, einem potenten Transkriptionsaktivator, fusioniert und wird zusammen mit einem Blasticidin-Resistenzgen zur Selektion koexprimiert. Das zweite Plasmid kodiert das MS2-p65-HSF1-Fusionsprotein, einen sekundären Aktivatorkomplex, der zusammen mit dCas9-VP64 wirkt, sowie ein Hygromycin-Resistenzgen. Das dritte Plasmid kodiert für eine zielspezifische 20-nt-sgRNA, die an zwei MS2-RNA-Aptamere fusioniert ist, welche den MS2-p65-HSF1-Komplex an die Aktivierungsstelle rekrutieren, begleitet von einem Puromycin-Resistenzgen. Die drei Plasmide werden im Massenverhältnis 1:1:1 verabreicht, um eine ausgewogene Expression aller Systemkomponenten zu gewährleisten.

Nach der Assemblierung am Zielort bindet der SAM-Komplex etwa 200 bp stromaufwärts der CHRNB1-Transkriptionsstartstelle, wo VP64, p65 und HSF1 gemeinsam die Transkriptionsmaschinerie rekrutieren und die Hochregulation der endogenen Nicotinic Acetylcholine Receptor beta 1/CHRNB1-Expression vorantreiben. Im Gegensatz zu nukleaseaktivem Cas9 verursacht dCas9 keine Doppelstrangbrüche und verändert die genomische Sequenz nicht, wodurch der native CHRNB1-Locus erhalten bleibt und die Untersuchung von Nicotinic Acetylcholine Receptor beta 1/CHRNB1-abhängigen Transkriptionsreaktionen am endogenen Locus ermöglicht wird. Dies macht es zu einem wertvollen Werkzeug für Funktionsstudien, die Identifizierung von Zielgenen und die Modellierung der Wiederherstellung des Nicotinic Acetylcholine Receptor beta 1/CHRNB1-Signalwegs in Tumorzellen mit stillgelegtem oder reduziertem CHRNB1-Ausdruck.

Nur für Forschungszwecke. Nicht für diagnostische oder therapeutische Zwecke bestimmt.