CRABP-I CRISPR Activation Plasmid (h2): sc-405485-ACT-2

Das menschliche CRABP1-Gen kodiert das zelluläre Retinsäure-bindende Protein I (CRABP-I), einen zytosolischen Träger mit hoher Affinität, der all-trans-Retinsäure abpuffert und transportiert, um deren Verfügbarkeit für retinoidabhängige Signalübertragung zu steuern. Durch die Modulation von Verteilung und Metabolismus der Retinsäure beeinflusst CRABP-I Transkriptionsprogramme, die von Retinsäurerezeptoren reguliert werden, und greift in Signalwege ein, die zelluläre Differenzierung, Proliferation und entwicklungsbiologische Musterbildung kontrollieren. Eine veränderte CRABP1-Expression oder Retinoidverarbeitung wird mit der fehlregulierten Retinsäuresignalisierung in Verbindung gebracht, die in verschiedenen Krebserkrankungen sowie in neuroentwicklungsbedingten oder neurodegenerativen Kontexten beobachtet wird, in denen die Retinoid-Homöostase Zellschicksal und Stressantworten beeinflusst. Werkzeuge zur Geneditierung von CRABP1 ermöglichen mechanistische Untersuchungen der Dynamik des Retinoidtransports, der retinsäure-antwortenden Transkriptome und der Wechselwirkungen zwischen Signalwegen in relevanten humanen Zellmodellen.

CRABP-I Das CRISPR-Aktivierungsplasmid (h2) bietet einen gezielten, nicht-destruktiven Ansatz zur Hochregulierung der endogenen CRABP1-Expression, ohne die zugrunde liegende DNA-Sequenz zu verändern.

CRABP-I Das CRISPR-Aktivierungsplasmid (h2) ist ein aus drei Plasmiden bestehendes synergistisches Aktivierungsmediator-System (SAM), das für eine hocheffiziente, ortsspezifische transkriptionelle Hochregulation des CRABP1-Lokus in menschlichen Zelllinien entwickelt wurde. Das System basiert auf einem katalytisch inaktiven Cas9 (dCas9), das zwei inaktivierende Mutationen (D10A und N863A) trägt, welche die Nukleaseaktivität eliminieren, während die DNA-Bindung erhalten bleibt. Dieses dCas9 ist mit VP64, einem potenten Transkriptionsaktivator, fusioniert und wird zusammen mit einem Blasticidin-Resistenzgen zur Selektion koexprimiert. Das zweite Plasmid kodiert das MS2-p65-HSF1-Fusionsprotein, einen sekundären Aktivatorkomplex, der zusammen mit dCas9-VP64 wirkt, sowie ein Hygromycin-Resistenzgen. Das dritte Plasmid kodiert für eine zielspezifische 20-nt-sgRNA, die an zwei MS2-RNA-Aptamere fusioniert ist, welche den MS2-p65-HSF1-Komplex an die Aktivierungsstelle rekrutieren, begleitet von einem Puromycin-Resistenzgen. Die drei Plasmide werden im Massenverhältnis 1:1:1 verabreicht, um eine ausgewogene Expression aller Systemkomponenten zu gewährleisten.

Nach der Assemblierung am Zielort bindet der SAM-Komplex etwa 200 bp stromaufwärts der CRABP1-Transkriptionsstartstelle, wo VP64, p65 und HSF1 gemeinsam die Transkriptionsmaschinerie rekrutieren und die Hochregulation der endogenen CRABP-I-Expression vorantreiben. Im Gegensatz zu nukleaseaktivem Cas9 verursacht dCas9 keine Doppelstrangbrüche und verändert die genomische Sequenz nicht, wodurch der native CRABP1-Locus erhalten bleibt und die Untersuchung von CRABP-I-abhängigen Transkriptionsreaktionen am endogenen Locus ermöglicht wird. Dies macht es zu einem wertvollen Werkzeug für Funktionsstudien, die Identifizierung von Zielgenen und die Modellierung der Wiederherstellung des CRABP-I-Signalwegs in Tumorzellen mit stillgelegtem oder reduziertem CRABP1-Ausdruck.

Nur für Forschungszwecke. Nicht für diagnostische oder therapeutische Zwecke bestimmt.