Vasohibin-2 CRISPR Activation Plasmid (h): sc-407838-ACT

VASH2 kodiert für Vasohibin-2, einen zytosolischen Regulator der Mikrotubuli-Dynamik, der als Tubulin-Carboxypeptidase wirkt und detyrosiniertes α‑Tubulin erzeugt. Dadurch beeinflusst VASH2 die Organisation des Spindelapparats, den intrazellulären Transport und die Zellmotilität. Durch die Kontrolle posttranslationaler Modifikationszustände von Mikrotubuli trägt VASH2 zu Programmen des Zytoskelett-Remodelings bei, die mit dem Fortschreiten des Zellzyklus und migratorischen Phänotypen verknüpft sind. Eine veränderte VASH2-Expression wurde in angiogenesebezogenen Signalkontexten sowie mit Merkmalen der Tumorprogression in mehreren Modellsystemen in Verbindung gebracht, was seine Nutzung als mechanistischer Knotenpunkt stützt, der die Mikrotubuli-Regulation mit vaskulärer und invasiver Biologie verknüpft. Diese Eigenschaften machen VASH2 relevant für Studien zur Zytoskelettregulation, zum Crosstalk zwischen Endothel und Tumor sowie zu mikroenvironmentabhängigen Veränderungen des Zellverhaltens.

Vasohibin-2 Das CRISPR-Aktivierungsplasmid (h) bietet einen gezielten, nicht-destruktiven Ansatz zur Hochregulierung der endogenen VASH2-Expression, ohne die zugrunde liegende DNA-Sequenz zu verändern.

Vasohibin-2 Das CRISPR-Aktivierungsplasmid (h) ist ein aus drei Plasmiden bestehendes synergistisches Aktivierungsmediator-System (SAM), das für eine hocheffiziente, ortsspezifische transkriptionelle Hochregulation des VASH2-Lokus in menschlichen Zelllinien entwickelt wurde. Das System basiert auf einem katalytisch inaktiven Cas9 (dCas9), das zwei inaktivierende Mutationen (D10A und N863A) trägt, welche die Nukleaseaktivität eliminieren, während die DNA-Bindung erhalten bleibt. Dieses dCas9 ist mit VP64, einem potenten Transkriptionsaktivator, fusioniert und wird zusammen mit einem Blasticidin-Resistenzgen zur Selektion koexprimiert. Das zweite Plasmid kodiert das MS2-p65-HSF1-Fusionsprotein, einen sekundären Aktivatorkomplex, der zusammen mit dCas9-VP64 wirkt, sowie ein Hygromycin-Resistenzgen. Das dritte Plasmid kodiert für eine zielspezifische 20-nt-sgRNA, die an zwei MS2-RNA-Aptamere fusioniert ist, welche den MS2-p65-HSF1-Komplex an die Aktivierungsstelle rekrutieren, begleitet von einem Puromycin-Resistenzgen. Die drei Plasmide werden im Massenverhältnis 1:1:1 verabreicht, um eine ausgewogene Expression aller Systemkomponenten zu gewährleisten.

Nach der Assemblierung am Zielort bindet der SAM-Komplex etwa 200 bp stromaufwärts der VASH2-Transkriptionsstartstelle, wo VP64, p65 und HSF1 gemeinsam die Transkriptionsmaschinerie rekrutieren und die Hochregulation der endogenen Vasohibin-2-Expression vorantreiben. Im Gegensatz zu nukleaseaktivem Cas9 verursacht dCas9 keine Doppelstrangbrüche und verändert die genomische Sequenz nicht, wodurch der native VASH2-Locus erhalten bleibt und die Untersuchung von Vasohibin-2-abhängigen Transkriptionsreaktionen am endogenen Locus ermöglicht wird. Dies macht es zu einem wertvollen Werkzeug für Funktionsstudien, die Identifizierung von Zielgenen und die Modellierung der Wiederherstellung des Vasohibin-2-Signalwegs in Tumorzellen mit stillgelegtem oder reduziertem VASH2-Ausdruck.

Nur für Forschungszwecke. Nicht für diagnostische oder therapeutische Zwecke bestimmt.