SRp55 CRISPR Activation Plasmid (h): sc-401621-ACT

SRSF6 kodiert den humanen Serin/Arginin-reichen Spleißfaktor SRp55, ein RNA-bindendes Protein, das die Auswahl von Spleißstellen mit der kotranskriptionellen RNA-Prozessierung und dem mRNA-Export koppelt. SRp55 ist an der Assemblierung des Spleißosoms beteiligt und reguliert alternative Spleißentscheidungen, die Isoform-Expressionsprogramme prägen, welche Proliferation, Differenzierung und Stressantworten steuern. Durch die Modulation von Exon-Inklusion sowie der Exon–Intron-Architektur beeinflusst SRSF6 nachgelagerte Signalwege, darunter Zellzyklusprogression, Apoptose und Signaltransduktionsnetzwerke, die empfindlich auf das Gleichgewicht von Transkript-Isoformen reagieren. Eine dysregulierte SRSF6-Expression oder -Aktivität wurde in der Literatur mit aberranten Spleißmustern in mehreren Krankheitskontexten in Verbindung gebracht, was seine Nutzung als mechanistischen Knotenpunkt zur Untersuchung spleißgetriebener Phänotypen in humanen Zellen stützt.

SRp55 Das CRISPR-Aktivierungsplasmid (h) bietet einen gezielten, nicht-destruktiven Ansatz zur Hochregulierung der endogenen SRSF6-Expression, ohne die zugrunde liegende DNA-Sequenz zu verändern.

SRp55 Das CRISPR-Aktivierungsplasmid (h) ist ein aus drei Plasmiden bestehendes synergistisches Aktivierungsmediator-System (SAM), das für eine hocheffiziente, ortsspezifische transkriptionelle Hochregulation des SRSF6-Lokus in menschlichen Zelllinien entwickelt wurde. Das System basiert auf einem katalytisch inaktiven Cas9 (dCas9), das zwei inaktivierende Mutationen (D10A und N863A) trägt, welche die Nukleaseaktivität eliminieren, während die DNA-Bindung erhalten bleibt. Dieses dCas9 ist mit VP64, einem potenten Transkriptionsaktivator, fusioniert und wird zusammen mit einem Blasticidin-Resistenzgen zur Selektion koexprimiert. Das zweite Plasmid kodiert das MS2-p65-HSF1-Fusionsprotein, einen sekundären Aktivatorkomplex, der zusammen mit dCas9-VP64 wirkt, sowie ein Hygromycin-Resistenzgen. Das dritte Plasmid kodiert für eine zielspezifische 20-nt-sgRNA, die an zwei MS2-RNA-Aptamere fusioniert ist, welche den MS2-p65-HSF1-Komplex an die Aktivierungsstelle rekrutieren, begleitet von einem Puromycin-Resistenzgen. Die drei Plasmide werden im Massenverhältnis 1:1:1 verabreicht, um eine ausgewogene Expression aller Systemkomponenten zu gewährleisten.

Nach der Assemblierung am Zielort bindet der SAM-Komplex etwa 200 bp stromaufwärts der SRSF6-Transkriptionsstartstelle, wo VP64, p65 und HSF1 gemeinsam die Transkriptionsmaschinerie rekrutieren und die Hochregulation der endogenen SRp55-Expression vorantreiben. Im Gegensatz zu nukleaseaktivem Cas9 verursacht dCas9 keine Doppelstrangbrüche und verändert die genomische Sequenz nicht, wodurch der native SRSF6-Locus erhalten bleibt und die Untersuchung von SRp55-abhängigen Transkriptionsreaktionen am endogenen Locus ermöglicht wird. Dies macht es zu einem wertvollen Werkzeug für Funktionsstudien, die Identifizierung von Zielgenen und die Modellierung der Wiederherstellung des SRp55-Signalwegs in Tumorzellen mit stillgelegtem oder reduziertem SRSF6-Ausdruck.

Nur für Forschungszwecke. Nicht für diagnostische oder therapeutische Zwecke bestimmt.