Slfn13 CRISPR Activation Plasmid (h): sc-414596-ACT

Humanes SLFN13 (Schlafen-Familienmitglied 13) kodiert Slfn13, ein interferon-stimuliertes Protein, das mit der Regulation der angeborenen Immunantwort und zellulären Stressreaktionen in Verbindung gebracht wird. Proteine der Schlafen-Familie werden häufig mit der Kontrolle von Zellzyklusprogression, Differenzierung und antiviralen Programmen nachgeschaltet an die Typ‑I‑Interferon-Signalübertragung assoziiert und prägen während der Immunaktivierung transkriptionelle und translationale Zustände. Die Expression von SLFN13 wurde mit entzündlichen Kontexten und Tumor‑Immun‑Interaktionen in Zusammenhang gebracht, was es für die Untersuchung relevant macht, wie interferongetriebene Signalwege Genexpressionsnetzwerke in krankheitsrelevanten Zelltypen umgestalten. Diese Funktionen machen Slfn13 zu einem nützlichen Knotenpunkt für die Erforschung von Interferon‑Antwortschaltkreisen, Mechanismen der Immunflucht und kontextabhängiger Wachstumsregulation.

Slfn13 Das CRISPR-Aktivierungsplasmid (h) bietet einen gezielten, nicht-destruktiven Ansatz zur Hochregulierung der endogenen SLFN13-Expression, ohne die zugrunde liegende DNA-Sequenz zu verändern.

Slfn13 Das CRISPR-Aktivierungsplasmid (h) ist ein aus drei Plasmiden bestehendes synergistisches Aktivierungsmediator-System (SAM), das für eine hocheffiziente, ortsspezifische transkriptionelle Hochregulation des SLFN13-Lokus in menschlichen Zelllinien entwickelt wurde. Das System basiert auf einem katalytisch inaktiven Cas9 (dCas9), das zwei inaktivierende Mutationen (D10A und N863A) trägt, welche die Nukleaseaktivität eliminieren, während die DNA-Bindung erhalten bleibt. Dieses dCas9 ist mit VP64, einem potenten Transkriptionsaktivator, fusioniert und wird zusammen mit einem Blasticidin-Resistenzgen zur Selektion koexprimiert. Das zweite Plasmid kodiert das MS2-p65-HSF1-Fusionsprotein, einen sekundären Aktivatorkomplex, der zusammen mit dCas9-VP64 wirkt, sowie ein Hygromycin-Resistenzgen. Das dritte Plasmid kodiert für eine zielspezifische 20-nt-sgRNA, die an zwei MS2-RNA-Aptamere fusioniert ist, welche den MS2-p65-HSF1-Komplex an die Aktivierungsstelle rekrutieren, begleitet von einem Puromycin-Resistenzgen. Die drei Plasmide werden im Massenverhältnis 1:1:1 verabreicht, um eine ausgewogene Expression aller Systemkomponenten zu gewährleisten.

Nach der Assemblierung am Zielort bindet der SAM-Komplex etwa 200 bp stromaufwärts der SLFN13-Transkriptionsstartstelle, wo VP64, p65 und HSF1 gemeinsam die Transkriptionsmaschinerie rekrutieren und die Hochregulation der endogenen Slfn13-Expression vorantreiben. Im Gegensatz zu nukleaseaktivem Cas9 verursacht dCas9 keine Doppelstrangbrüche und verändert die genomische Sequenz nicht, wodurch der native SLFN13-Locus erhalten bleibt und die Untersuchung von Slfn13-abhängigen Transkriptionsreaktionen am endogenen Locus ermöglicht wird. Dies macht es zu einem wertvollen Werkzeug für Funktionsstudien, die Identifizierung von Zielgenen und die Modellierung der Wiederherstellung des Slfn13-Signalwegs in Tumorzellen mit stillgelegtem oder reduziertem SLFN13-Ausdruck.

Nur für Forschungszwecke. Nicht für diagnostische oder therapeutische Zwecke bestimmt.