NPT2 CRISPR Activation Plasmid (h): sc-402216-ACT

SLC34A1 kodiert beim Menschen das natriumabhängige Phosphat-Transportprotein NPT2 (NaPi‑IIa), einen wichtigen apikalen Transporter im Epithel des renalen proximalen Tubulus, der die Rückresorption von anorganischem Phosphat gekoppelt an den Natriumgradienten vermittelt. Durch die Regulation des Phosphat-Handling trägt NPT2 zur systemischen Phosphathomöostase bei und ist in endokrine Regulatoren und Signalnetzwerke eingebunden, die den Mineralstoffwechsel prägen, darunter PTH- und FGF23-assoziierte Signalwege. Eine veränderte Expression oder Aktivität von SLC34A1 wurde mit Phosphatverlust über die Niere sowie mit weitergehenden Störungen des Calcium‑Phosphat-Gleichgewichts in Verbindung gebracht, die für Nephrolithiasis, Knochenmineralisierung und tubuläre Nierenfunktionsstörungen relevant sind. In Zell- und Gewebemodellen dient SLC34A1 als Marker für die Differenzierung des proximalen Tubulus, das Transporter-Trafficking und die von der Epithelpolarität abhängige Nährstoffaufnahme.

NPT2 Das CRISPR-Aktivierungsplasmid (h) bietet einen gezielten, nicht-destruktiven Ansatz zur Hochregulierung der endogenen SLC34A1-Expression, ohne die zugrunde liegende DNA-Sequenz zu verändern.

NPT2 Das CRISPR-Aktivierungsplasmid (h) ist ein aus drei Plasmiden bestehendes synergistisches Aktivierungsmediator-System (SAM), das für eine hocheffiziente, ortsspezifische transkriptionelle Hochregulation des SLC34A1-Lokus in menschlichen Zelllinien entwickelt wurde. Das System basiert auf einem katalytisch inaktiven Cas9 (dCas9), das zwei inaktivierende Mutationen (D10A und N863A) trägt, welche die Nukleaseaktivität eliminieren, während die DNA-Bindung erhalten bleibt. Dieses dCas9 ist mit VP64, einem potenten Transkriptionsaktivator, fusioniert und wird zusammen mit einem Blasticidin-Resistenzgen zur Selektion koexprimiert. Das zweite Plasmid kodiert das MS2-p65-HSF1-Fusionsprotein, einen sekundären Aktivatorkomplex, der zusammen mit dCas9-VP64 wirkt, sowie ein Hygromycin-Resistenzgen. Das dritte Plasmid kodiert für eine zielspezifische 20-nt-sgRNA, die an zwei MS2-RNA-Aptamere fusioniert ist, welche den MS2-p65-HSF1-Komplex an die Aktivierungsstelle rekrutieren, begleitet von einem Puromycin-Resistenzgen. Die drei Plasmide werden im Massenverhältnis 1:1:1 verabreicht, um eine ausgewogene Expression aller Systemkomponenten zu gewährleisten.

Nach der Assemblierung am Zielort bindet der SAM-Komplex etwa 200 bp stromaufwärts der SLC34A1-Transkriptionsstartstelle, wo VP64, p65 und HSF1 gemeinsam die Transkriptionsmaschinerie rekrutieren und die Hochregulation der endogenen NPT2-Expression vorantreiben. Im Gegensatz zu nukleaseaktivem Cas9 verursacht dCas9 keine Doppelstrangbrüche und verändert die genomische Sequenz nicht, wodurch der native SLC34A1-Locus erhalten bleibt und die Untersuchung von NPT2-abhängigen Transkriptionsreaktionen am endogenen Locus ermöglicht wird. Dies macht es zu einem wertvollen Werkzeug für Funktionsstudien, die Identifizierung von Zielgenen und die Modellierung der Wiederherstellung des NPT2-Signalwegs in Tumorzellen mit stillgelegtem oder reduziertem SLC34A1-Ausdruck.

Nur für Forschungszwecke. Nicht für diagnostische oder therapeutische Zwecke bestimmt.