Nicotinic Acetylcholine Receptor alpha 9/CHRNA9 CRISPR Activation Plasmid (h): sc-402753-ACT

CHRNA9 kodiert die Alpha-9-Untereinheit des nikotinischen Acetylcholinrezeptors, eine Komponente ligandengesteuerter Ionenkanäle, die funktionelle Rezeptoren bildet (häufig zusammen mit CHRNA10), um cholinerge Signalübertragung und einen schnellen Kationenfluss über die Plasmamembran zu vermitteln. Über die acetylcholinabhängige Kanalöffnung beeinflusst CHRNA9 die Membranerregbarkeit, calciumabhängige Signalkaskaden und nachgeschaltete Transkriptionsprogramme, die die zelluläre Kommunikation prägen. In nicht-neuronalen Kontexten wird die Signalgebung nikotinischer Rezeptoren mit der Regulation von Proliferation, Differenzierung und inflammatorischer Signalübertragung in Verbindung gebracht, wodurch CHRNA9 einen nützlichen Knotenpunkt für die Untersuchung stimulusgekoppelter Ionenkanalwege darstellt. Eine veränderte CHRNA9-Expression oder -Signalgebung wurde mit krankheitsrelevanten Phänotypen assoziiert, die in der Sinnesbiologie und bei krebsbezogenen Zellverhaltensweisen beschrieben wurden, was seine Untersuchung in mechanistischen Modellen unterstützt.

Nicotinic Acetylcholine Receptor alpha 9/CHRNA9 Das CRISPR-Aktivierungsplasmid (h) bietet einen gezielten, nicht-destruktiven Ansatz zur Hochregulierung der endogenen CHRNA9-Expression, ohne die zugrunde liegende DNA-Sequenz zu verändern.

Nicotinic Acetylcholine Receptor alpha 9/CHRNA9 Das CRISPR-Aktivierungsplasmid (h) ist ein aus drei Plasmiden bestehendes synergistisches Aktivierungsmediator-System (SAM), das für eine hocheffiziente, ortsspezifische transkriptionelle Hochregulation des CHRNA9-Lokus in menschlichen Zelllinien entwickelt wurde. Das System basiert auf einem katalytisch inaktiven Cas9 (dCas9), das zwei inaktivierende Mutationen (D10A und N863A) trägt, welche die Nukleaseaktivität eliminieren, während die DNA-Bindung erhalten bleibt. Dieses dCas9 ist mit VP64, einem potenten Transkriptionsaktivator, fusioniert und wird zusammen mit einem Blasticidin-Resistenzgen zur Selektion koexprimiert. Das zweite Plasmid kodiert das MS2-p65-HSF1-Fusionsprotein, einen sekundären Aktivatorkomplex, der zusammen mit dCas9-VP64 wirkt, sowie ein Hygromycin-Resistenzgen. Das dritte Plasmid kodiert für eine zielspezifische 20-nt-sgRNA, die an zwei MS2-RNA-Aptamere fusioniert ist, welche den MS2-p65-HSF1-Komplex an die Aktivierungsstelle rekrutieren, begleitet von einem Puromycin-Resistenzgen. Die drei Plasmide werden im Massenverhältnis 1:1:1 verabreicht, um eine ausgewogene Expression aller Systemkomponenten zu gewährleisten.

Nach der Assemblierung am Zielort bindet der SAM-Komplex etwa 200 bp stromaufwärts der CHRNA9-Transkriptionsstartstelle, wo VP64, p65 und HSF1 gemeinsam die Transkriptionsmaschinerie rekrutieren und die Hochregulation der endogenen Nicotinic Acetylcholine Receptor alpha 9/CHRNA9-Expression vorantreiben. Im Gegensatz zu nukleaseaktivem Cas9 verursacht dCas9 keine Doppelstrangbrüche und verändert die genomische Sequenz nicht, wodurch der native CHRNA9-Locus erhalten bleibt und die Untersuchung von Nicotinic Acetylcholine Receptor alpha 9/CHRNA9-abhängigen Transkriptionsreaktionen am endogenen Locus ermöglicht wird. Dies macht es zu einem wertvollen Werkzeug für Funktionsstudien, die Identifizierung von Zielgenen und die Modellierung der Wiederherstellung des Nicotinic Acetylcholine Receptor alpha 9/CHRNA9-Signalwegs in Tumorzellen mit stillgelegtem oder reduziertem CHRNA9-Ausdruck.

Nur für Forschungszwecke. Nicht für diagnostische oder therapeutische Zwecke bestimmt.