hnRNP A/B CRISPR Activation Plasmid (h): sc-403454-ACT

HNRNPAB kodiert das humane heterogene nukleäre Ribonukleoprotein A/B (hnRNP A/B), ein RNA-bindendes Protein, das mit neu entstehenden Transkripten assoziiert und das Spleißen von Prä‑mRNA, alternative Polyadenylierung, mRNA‑Stabilität sowie den nukleozytoplasmatischen Transport reguliert. hnRNP A/B ist an der Assemblierung von Ribonukleoprotein-Komplexen beteiligt und koordiniert posttranskriptionelle Genregulationsprogramme, die den Zellzyklusverlauf und stressresponsive transkriptionelle Outputs prägen. Eine Fehlregulation von Mitgliedern der hnRNP‑Familie, einschließlich veränderter HNRNPAB‑Expression oder Spleißmuster, wurde mit aberranten RNA‑Prozessierungsnetzwerken in mehreren Krankheitskontexten in Verbindung gebracht, insbesondere mit proliferativen und neurodegenerationsassoziierten Phänotypen. Daher wird HNRNPAB häufig in Signalwegen untersucht, die den RNA‑Metabolismus, die genomweite Kontrolle des Spleißens und das Remodelling des Transkriptoms steuern.

hnRNP A/B Das CRISPR-Aktivierungsplasmid (h) bietet einen gezielten, nicht-destruktiven Ansatz zur Hochregulierung der endogenen HNRNPAB-Expression, ohne die zugrunde liegende DNA-Sequenz zu verändern.

hnRNP A/B Das CRISPR-Aktivierungsplasmid (h) ist ein aus drei Plasmiden bestehendes synergistisches Aktivierungsmediator-System (SAM), das für eine hocheffiziente, ortsspezifische transkriptionelle Hochregulation des HNRNPAB-Lokus in menschlichen Zelllinien entwickelt wurde. Das System basiert auf einem katalytisch inaktiven Cas9 (dCas9), das zwei inaktivierende Mutationen (D10A und N863A) trägt, welche die Nukleaseaktivität eliminieren, während die DNA-Bindung erhalten bleibt. Dieses dCas9 ist mit VP64, einem potenten Transkriptionsaktivator, fusioniert und wird zusammen mit einem Blasticidin-Resistenzgen zur Selektion koexprimiert. Das zweite Plasmid kodiert das MS2-p65-HSF1-Fusionsprotein, einen sekundären Aktivatorkomplex, der zusammen mit dCas9-VP64 wirkt, sowie ein Hygromycin-Resistenzgen. Das dritte Plasmid kodiert für eine zielspezifische 20-nt-sgRNA, die an zwei MS2-RNA-Aptamere fusioniert ist, welche den MS2-p65-HSF1-Komplex an die Aktivierungsstelle rekrutieren, begleitet von einem Puromycin-Resistenzgen. Die drei Plasmide werden im Massenverhältnis 1:1:1 verabreicht, um eine ausgewogene Expression aller Systemkomponenten zu gewährleisten.

Nach der Assemblierung am Zielort bindet der SAM-Komplex etwa 200 bp stromaufwärts der HNRNPAB-Transkriptionsstartstelle, wo VP64, p65 und HSF1 gemeinsam die Transkriptionsmaschinerie rekrutieren und die Hochregulation der endogenen hnRNP A/B-Expression vorantreiben. Im Gegensatz zu nukleaseaktivem Cas9 verursacht dCas9 keine Doppelstrangbrüche und verändert die genomische Sequenz nicht, wodurch der native HNRNPAB-Locus erhalten bleibt und die Untersuchung von hnRNP A/B-abhängigen Transkriptionsreaktionen am endogenen Locus ermöglicht wird. Dies macht es zu einem wertvollen Werkzeug für Funktionsstudien, die Identifizierung von Zielgenen und die Modellierung der Wiederherstellung des hnRNP A/B-Signalwegs in Tumorzellen mit stillgelegtem oder reduziertem HNRNPAB-Ausdruck.

Nur für Forschungszwecke. Nicht für diagnostische oder therapeutische Zwecke bestimmt.