CTDSPL2 CRISPR Activation Plasmid (m2): sc-435953-ACT-2

Das Mausgen *Ctdspl2* kodiert CTDSPL2, eine Mg2+-abhängige Phosphatase der Haloacid-Dehalogenase(HAD)-Familie, die zur Dephosphorylierung von Phosphoserin/-threonin beiträgt und über die Regulation der Phosphorylierungsdynamik der C-terminalen Domäne der RNA-Polymerase II die Transkriptionskontrolle beeinflusst. CTDSPL2 ist mit Zellzustandsübergängen verknüpft, indem es phosphorylierungsabhängige Signalwege und Genexpressionsprogramme moduliert, die den Zellzyklus, die Differenzierung und die Linienfestlegung steuern, und dabei mit Signalwegen integriert, die die chromatinassoziierte transkriptionelle Regulation kontrollieren. Eine Fehlregulation der CTD-Phosphataseaktivität und der zugehörigen transkriptionellen Schaltkreise wurde mit onkogenen und entwicklungsbezogenen Phänotypen in Verbindung gebracht, wodurch *Ctdspl2* ein nützlicher Lokus zur Analyse phosphorylierungsgetriebener transkriptioneller Netzwerke in Krankheitsmodellen ist. Die Geneditierung von *Ctdspl2* in Mauszellen unterstützt funktionelle Genomikstudien zur Kontrolle der CTD-Phosphorylierung, zu Phosphatase-Substrat-Beziehungen und zu nachgeschalteten Transkriptomveränderungen, die für Proliferations- und Differenzierungskontexte relevant sind.

CTDSPL2 Das CRISPR-Aktivierungsplasmid (m2) bietet einen gezielten, nicht-destruktiven Ansatz zur Hochregulierung der endogenen Ctdspl2-Expression, ohne die zugrunde liegende DNA-Sequenz zu verändern.

CTDSPL2 Das CRISPR-Aktivierungsplasmid (m2) ist ein aus drei Plasmiden bestehendes synergistisches Aktivierungsmediator-System (SAM), das für eine hocheffiziente, ortsspezifische transkriptionelle Hochregulation des Ctdspl2-Lokus in menschlichen Zelllinien entwickelt wurde. Das System basiert auf einem katalytisch inaktiven Cas9 (dCas9), das zwei inaktivierende Mutationen (D10A und N863A) trägt, welche die Nukleaseaktivität eliminieren, während die DNA-Bindung erhalten bleibt. Dieses dCas9 ist mit VP64, einem potenten Transkriptionsaktivator, fusioniert und wird zusammen mit einem Blasticidin-Resistenzgen zur Selektion koexprimiert. Das zweite Plasmid kodiert das MS2-p65-HSF1-Fusionsprotein, einen sekundären Aktivatorkomplex, der zusammen mit dCas9-VP64 wirkt, sowie ein Hygromycin-Resistenzgen. Das dritte Plasmid kodiert für eine zielspezifische 20-nt-sgRNA, die an zwei MS2-RNA-Aptamere fusioniert ist, welche den MS2-p65-HSF1-Komplex an die Aktivierungsstelle rekrutieren, begleitet von einem Puromycin-Resistenzgen. Die drei Plasmide werden im Massenverhältnis 1:1:1 verabreicht, um eine ausgewogene Expression aller Systemkomponenten zu gewährleisten.

Nach der Assemblierung am Zielort bindet der SAM-Komplex etwa 200 bp stromaufwärts der Ctdspl2-Transkriptionsstartstelle, wo VP64, p65 und HSF1 gemeinsam die Transkriptionsmaschinerie rekrutieren und die Hochregulation der endogenen CTDSPL2-Expression vorantreiben. Im Gegensatz zu nukleaseaktivem Cas9 verursacht dCas9 keine Doppelstrangbrüche und verändert die genomische Sequenz nicht, wodurch der native Ctdspl2-Locus erhalten bleibt und die Untersuchung von CTDSPL2-abhängigen Transkriptionsreaktionen am endogenen Locus ermöglicht wird. Dies macht es zu einem wertvollen Werkzeug für Funktionsstudien, die Identifizierung von Zielgenen und die Modellierung der Wiederherstellung des CTDSPL2-Signalwegs in Tumorzellen mit stillgelegtem oder reduziertem Ctdspl2-Ausdruck.

Nur für Forschungszwecke. Nicht für diagnostische oder therapeutische Zwecke bestimmt.