CD35 CRISPR Activation Plasmid (h): sc-401210-ACT

Komplementrezeptor 1 (CR1), auch als CD35 bekannt, ist ein Zelloberflächen-Glykoprotein, das auf Erythrozyten, Leukozyten und follikulären dendritischen Zellen exprimiert wird und die Komplement-Opsonine C3b und C4b bindet, um die Clearance von Immunkomplexen zu fördern und die Amplifikation der Komplementkaskade zu regulieren. Indem CD35 den Zerfall von C3/C5-Konvertasen beschleunigt und als Kofaktor für die faktor-I-vermittelte Spaltung von C3b/C4b wirkt, prägt es die angeborene Immunantwort, die Phagozytose und die Antigenverarbeitung während entzündlicher Reaktionen. Die Funktion von CR1 greift in die klassische und die alternative Komplementaktivierung ein und beeinflusst dadurch die Wirtsabwehr, den Transport von Immunkomplexen sowie die Wechselwirkungen mit Fc-Rezeptor-vermittelten Prozessen. Genetische und expressionsbedingte Variation in CR1 wurde mit veränderter Anfälligkeit und Pathobiologie bei immunkomplexgetriebener Entzündung sowie bei komplementassoziierten neuroinflammatorischen und hämatologischen Phänotypen in Verbindung gebracht, was seine Eignung als mechanistisches Forschungsziel unterstreicht.

CD35 Das CRISPR-Aktivierungsplasmid (h) bietet einen gezielten, nicht-destruktiven Ansatz zur Hochregulierung der endogenen CR1-Expression, ohne die zugrunde liegende DNA-Sequenz zu verändern.

CD35 Das CRISPR-Aktivierungsplasmid (h) ist ein aus drei Plasmiden bestehendes synergistisches Aktivierungsmediator-System (SAM), das für eine hocheffiziente, ortsspezifische transkriptionelle Hochregulation des CR1-Lokus in menschlichen Zelllinien entwickelt wurde. Das System basiert auf einem katalytisch inaktiven Cas9 (dCas9), das zwei inaktivierende Mutationen (D10A und N863A) trägt, welche die Nukleaseaktivität eliminieren, während die DNA-Bindung erhalten bleibt. Dieses dCas9 ist mit VP64, einem potenten Transkriptionsaktivator, fusioniert und wird zusammen mit einem Blasticidin-Resistenzgen zur Selektion koexprimiert. Das zweite Plasmid kodiert das MS2-p65-HSF1-Fusionsprotein, einen sekundären Aktivatorkomplex, der zusammen mit dCas9-VP64 wirkt, sowie ein Hygromycin-Resistenzgen. Das dritte Plasmid kodiert für eine zielspezifische 20-nt-sgRNA, die an zwei MS2-RNA-Aptamere fusioniert ist, welche den MS2-p65-HSF1-Komplex an die Aktivierungsstelle rekrutieren, begleitet von einem Puromycin-Resistenzgen. Die drei Plasmide werden im Massenverhältnis 1:1:1 verabreicht, um eine ausgewogene Expression aller Systemkomponenten zu gewährleisten.

Nach der Assemblierung am Zielort bindet der SAM-Komplex etwa 200 bp stromaufwärts der CR1-Transkriptionsstartstelle, wo VP64, p65 und HSF1 gemeinsam die Transkriptionsmaschinerie rekrutieren und die Hochregulation der endogenen CD35-Expression vorantreiben. Im Gegensatz zu nukleaseaktivem Cas9 verursacht dCas9 keine Doppelstrangbrüche und verändert die genomische Sequenz nicht, wodurch der native CR1-Locus erhalten bleibt und die Untersuchung von CD35-abhängigen Transkriptionsreaktionen am endogenen Locus ermöglicht wird. Dies macht es zu einem wertvollen Werkzeug für Funktionsstudien, die Identifizierung von Zielgenen und die Modellierung der Wiederherstellung des CD35-Signalwegs in Tumorzellen mit stillgelegtem oder reduziertem CR1-Ausdruck.

Nur für Forschungszwecke. Nicht für diagnostische oder therapeutische Zwecke bestimmt.