caspase-6 CRISPR Activation Plasmid (h): sc-402563-ACT

CASP6 kodiert Caspase-6, eine Cystein-Aspartat-Protease, die als Effektor-Caspase beim regulierten Zelltod und beim proteolytischen Umbau zellulärer Substrate wirkt. Die Aktivität von Caspase-6 trägt zur apoptotischen Signalübertragung downstream von Initiator-Caspasen bei und überschneidet sich mit Signalwegen, die die Integrität des Zytoskeletts, die Prozessierung nukleärer Proteine und eine stressresponsive Proteostase steuern. Eine veränderte CASP6-Expression oder -Aktivierung wurde mit neurodegenerativen Prozessen, entzündlichen Signalkontexten und apoptosisbezogenen Phänotypen in der Krebsbiologie in Verbindung gebracht. Als Knotenpunkt innerhalb von Caspase-Kaskaden wird Caspase-6 häufig genutzt, um spaltungsabhängige Mechanismen zu untersuchen, die Zellschicksalsentscheidungen und die Gewebehomöostase prägen.

caspase-6 Das CRISPR-Aktivierungsplasmid (h) bietet einen gezielten, nicht-destruktiven Ansatz zur Hochregulierung der endogenen CASP6-Expression, ohne die zugrunde liegende DNA-Sequenz zu verändern.

caspase-6 Das CRISPR-Aktivierungsplasmid (h) ist ein aus drei Plasmiden bestehendes synergistisches Aktivierungsmediator-System (SAM), das für eine hocheffiziente, ortsspezifische transkriptionelle Hochregulation des CASP6-Lokus in menschlichen Zelllinien entwickelt wurde. Das System basiert auf einem katalytisch inaktiven Cas9 (dCas9), das zwei inaktivierende Mutationen (D10A und N863A) trägt, welche die Nukleaseaktivität eliminieren, während die DNA-Bindung erhalten bleibt. Dieses dCas9 ist mit VP64, einem potenten Transkriptionsaktivator, fusioniert und wird zusammen mit einem Blasticidin-Resistenzgen zur Selektion koexprimiert. Das zweite Plasmid kodiert das MS2-p65-HSF1-Fusionsprotein, einen sekundären Aktivatorkomplex, der zusammen mit dCas9-VP64 wirkt, sowie ein Hygromycin-Resistenzgen. Das dritte Plasmid kodiert für eine zielspezifische 20-nt-sgRNA, die an zwei MS2-RNA-Aptamere fusioniert ist, welche den MS2-p65-HSF1-Komplex an die Aktivierungsstelle rekrutieren, begleitet von einem Puromycin-Resistenzgen. Die drei Plasmide werden im Massenverhältnis 1:1:1 verabreicht, um eine ausgewogene Expression aller Systemkomponenten zu gewährleisten.

Nach der Assemblierung am Zielort bindet der SAM-Komplex etwa 200 bp stromaufwärts der CASP6-Transkriptionsstartstelle, wo VP64, p65 und HSF1 gemeinsam die Transkriptionsmaschinerie rekrutieren und die Hochregulation der endogenen caspase-6-Expression vorantreiben. Im Gegensatz zu nukleaseaktivem Cas9 verursacht dCas9 keine Doppelstrangbrüche und verändert die genomische Sequenz nicht, wodurch der native CASP6-Locus erhalten bleibt und die Untersuchung von caspase-6-abhängigen Transkriptionsreaktionen am endogenen Locus ermöglicht wird. Dies macht es zu einem wertvollen Werkzeug für Funktionsstudien, die Identifizierung von Zielgenen und die Modellierung der Wiederherstellung des caspase-6-Signalwegs in Tumorzellen mit stillgelegtem oder reduziertem CASP6-Ausdruck.

Nur für Forschungszwecke. Nicht für diagnostische oder therapeutische Zwecke bestimmt.