AT2/Angiotensin Receptor 2/AGTR2 CRISPR Activation Plasmid (h): sc-418156-ACT

AGTR2 kodiert den Angiotensin-II-Rezeptor Typ 2 (AT2), einen siebenfach-transmembranen GPCR im Renin–Angiotensin-System, der die durch AT1 vermittelte Signalgebung ausbalanciert. Nach Bindung von Angiotensin II moduliert AT2 G‑Protein-gekoppelte und β‑Arrestin-assoziierte Signalwege und wird häufig mit der NO/cGMP-Signalgebung, der Aktivierung von Phosphatasen sowie der Regulation der MAPK-Aktivität in Verbindung gebracht. Dadurch prägt er zelluläre Programme, die Differenzierung, Neuritenauswuchs, Entzündung und Gewebeumbau beeinflussen. Expression und Signalgebung von AGTR2 werden in der Gefäßbiologie und in Entwicklungszusammenhängen untersucht und häufig in Modellen für hypertonieassoziiertes Remodeling, kardiovaskuläre Verletzungsantworten, Mechanismen von Nierenerkrankungen sowie Signalweg-Crosstalk in Krebszellen analysiert. Da der Rezeptoroutput stark kontextabhängig ist, ist eine kontrollierte Perturbation endogener AGTR2-Spiegel hilfreich, um Pathway-Bias und Rezeptor‑Ligand‑Dynamiken in relevanten Zelltypen zu untersuchen.

AT2/Angiotensin Receptor 2/AGTR2 Das CRISPR-Aktivierungsplasmid (h) bietet einen gezielten, nicht-destruktiven Ansatz zur Hochregulierung der endogenen AGTR2-Expression, ohne die zugrunde liegende DNA-Sequenz zu verändern.

AT2/Angiotensin Receptor 2/AGTR2 Das CRISPR-Aktivierungsplasmid (h) ist ein aus drei Plasmiden bestehendes synergistisches Aktivierungsmediator-System (SAM), das für eine hocheffiziente, ortsspezifische transkriptionelle Hochregulation des AGTR2-Lokus in menschlichen Zelllinien entwickelt wurde. Das System basiert auf einem katalytisch inaktiven Cas9 (dCas9), das zwei inaktivierende Mutationen (D10A und N863A) trägt, welche die Nukleaseaktivität eliminieren, während die DNA-Bindung erhalten bleibt. Dieses dCas9 ist mit VP64, einem potenten Transkriptionsaktivator, fusioniert und wird zusammen mit einem Blasticidin-Resistenzgen zur Selektion koexprimiert. Das zweite Plasmid kodiert das MS2-p65-HSF1-Fusionsprotein, einen sekundären Aktivatorkomplex, der zusammen mit dCas9-VP64 wirkt, sowie ein Hygromycin-Resistenzgen. Das dritte Plasmid kodiert für eine zielspezifische 20-nt-sgRNA, die an zwei MS2-RNA-Aptamere fusioniert ist, welche den MS2-p65-HSF1-Komplex an die Aktivierungsstelle rekrutieren, begleitet von einem Puromycin-Resistenzgen. Die drei Plasmide werden im Massenverhältnis 1:1:1 verabreicht, um eine ausgewogene Expression aller Systemkomponenten zu gewährleisten.

Nach der Assemblierung am Zielort bindet der SAM-Komplex etwa 200 bp stromaufwärts der AGTR2-Transkriptionsstartstelle, wo VP64, p65 und HSF1 gemeinsam die Transkriptionsmaschinerie rekrutieren und die Hochregulation der endogenen AT2/Angiotensin Receptor 2/AGTR2-Expression vorantreiben. Im Gegensatz zu nukleaseaktivem Cas9 verursacht dCas9 keine Doppelstrangbrüche und verändert die genomische Sequenz nicht, wodurch der native AGTR2-Locus erhalten bleibt und die Untersuchung von AT2/Angiotensin Receptor 2/AGTR2-abhängigen Transkriptionsreaktionen am endogenen Locus ermöglicht wird. Dies macht es zu einem wertvollen Werkzeug für Funktionsstudien, die Identifizierung von Zielgenen und die Modellierung der Wiederherstellung des AT2/Angiotensin Receptor 2/AGTR2-Signalwegs in Tumorzellen mit stillgelegtem oder reduziertem AGTR2-Ausdruck.

Nur für Forschungszwecke. Nicht für diagnostische oder therapeutische Zwecke bestimmt.