TBR-1 CRISPR Activation Plasmid (h): sc-402507-ACT

TBR1 kodiert den T-Box-Transkriptionsfaktor TBR-1, einen nukleären Regulator mit essenziellen Funktionen bei der Differenzierung kortikaler Neuronen, der neuronalen Migration sowie beim Aufbau der kortikothalamischen Konnektivität während der menschlichen Neuroentwicklung. TBR-1 moduliert Genexpressionsprogramme nachgeschaltet an entwicklungsspezifische Signale und Transkriptionsnetzwerke, einschließlich Interaktionen mit Faktoren, die an der Spezifikation glutamaterger Zelllinien und an der synaptischen Reifung beteiligt sind. Eine fehlregulierte TBR1-Expression oder -Funktion wurde mit neuroentwicklungsbezogenen Phänotypen in Verbindung gebracht; wiederholt bestehen Assoziationen zu Autismus-Spektrum-Störungen sowie zu kognitiven und sprachlichen Beeinträchtigungen, die durch eine veränderte Bildung neuronaler Schaltkreise vermittelt sein können. Als Knotenpunkt in Signalwegen, der neuronale Identität und Konnektivität steuert, wird TBR-1 breit untersucht, um Mechanismen der transkriptionellen Kontrolle in sich entwickelnden und ausgereiften neuronalen Systemen zu verstehen.

TBR-1 Das CRISPR-Aktivierungsplasmid (h) bietet einen gezielten, nicht-destruktiven Ansatz zur Hochregulierung der endogenen TBR1-Expression, ohne die zugrunde liegende DNA-Sequenz zu verändern.

TBR-1 Das CRISPR-Aktivierungsplasmid (h) ist ein aus drei Plasmiden bestehendes synergistisches Aktivierungsmediator-System (SAM), das für eine hocheffiziente, ortsspezifische transkriptionelle Hochregulation des TBR1-Lokus in menschlichen Zelllinien entwickelt wurde. Das System basiert auf einem katalytisch inaktiven Cas9 (dCas9), das zwei inaktivierende Mutationen (D10A und N863A) trägt, welche die Nukleaseaktivität eliminieren, während die DNA-Bindung erhalten bleibt. Dieses dCas9 ist mit VP64, einem potenten Transkriptionsaktivator, fusioniert und wird zusammen mit einem Blasticidin-Resistenzgen zur Selektion koexprimiert. Das zweite Plasmid kodiert das MS2-p65-HSF1-Fusionsprotein, einen sekundären Aktivatorkomplex, der zusammen mit dCas9-VP64 wirkt, sowie ein Hygromycin-Resistenzgen. Das dritte Plasmid kodiert für eine zielspezifische 20-nt-sgRNA, die an zwei MS2-RNA-Aptamere fusioniert ist, welche den MS2-p65-HSF1-Komplex an die Aktivierungsstelle rekrutieren, begleitet von einem Puromycin-Resistenzgen. Die drei Plasmide werden im Massenverhältnis 1:1:1 verabreicht, um eine ausgewogene Expression aller Systemkomponenten zu gewährleisten.

Nach der Assemblierung am Zielort bindet der SAM-Komplex etwa 200 bp stromaufwärts der TBR1-Transkriptionsstartstelle, wo VP64, p65 und HSF1 gemeinsam die Transkriptionsmaschinerie rekrutieren und die Hochregulation der endogenen TBR-1-Expression vorantreiben. Im Gegensatz zu nukleaseaktivem Cas9 verursacht dCas9 keine Doppelstrangbrüche und verändert die genomische Sequenz nicht, wodurch der native TBR1-Locus erhalten bleibt und die Untersuchung von TBR-1-abhängigen Transkriptionsreaktionen am endogenen Locus ermöglicht wird. Dies macht es zu einem wertvollen Werkzeug für Funktionsstudien, die Identifizierung von Zielgenen und die Modellierung der Wiederherstellung des TBR-1-Signalwegs in Tumorzellen mit stillgelegtem oder reduziertem TBR1-Ausdruck.

Nur für Forschungszwecke. Nicht für diagnostische oder therapeutische Zwecke bestimmt.